Detecção de Anaplasma marginale, Babesia bigemina e Babesia bovis por diferentes técnicas de diagnóstico em bovinos do munícipio de Vassouras, Rio de Janeiro, Brasil

Jônathan David Ribas Chagas; Matheus Dias Cordeiro; Izabela Mesquita Araújo; Philipe Mariano Almeida Fontes; Renata Fernandes Ferreira de Moraes; Erica Cristina Rocha Roier; Nathalie Costa da Cunha; Bruna de Azevedo Baêta

doi:10.1590/1809-6891v27e-85464E

Autores

Jônathan David Ribas Chagas Universidade Federal Rural do Rio de Janeiro (UFRRJ), Seropédica, Rio de Janeiro, Brasil https://orcid.org/0000-0003-4363-6351
Matheus Dias Cordeiro Universidade Federal Rural do Rio de Janeiro (UFRRJ), Seropédica, Rio de Janeiro, Brasil https://orcid.org/0000-0003-2045-8716
Izabela Mesquita Araújo Universidade Federal Rural do Rio de Janeiro (UFRRJ), Seropédica, Rio de Janeiro, Brasil https://orcid.org/0000-0002-5471-2404
Philipe Mariano Almeida Fontes Universidade de Vassouras (UNIVASSOURAS), Vassouras, Rio de Janeiro, Brasil https://orcid.org/0009-0009-6869-9114
Renata Fernandes Ferreira de Moraes Universidade de Vassouras (UNIVASSOURAS), Vassouras, Rio de Janeiro, Brasil https://orcid.org/0000-0001-7129-1587
Erica Cristina Rocha Roier Universidade de Vassouras (UNIVASSOURAS), Vassouras, Rio de Janeiro, Brasil https://orcid.org/0000-0002-1978-9254
Nathalie Costa da Cunha Universidade Federal Fluminense (UFF), Niterói, Rio de Janeiro, Brasil https://orcid.org/0000-0003-0582-5098
Bruna de Azevedo Baêta Universidade Federal Rural do Rio de Janeiro (UFRRJ), Seropédica, Rio de Janeiro, Brasil https://orcid.org/0000-0002-0172-556X

DOI:

https://doi.org/10.1590/1809-6891v27e-85464E

Resumo

Este estudo teve como objetivo determinar a presença de Anaplasma marginale, Babesia bigemina e Babesia bovis em bovinos do município de Vassouras (Rio de Janeiro, Brasil) utilizando diferentes técnicas de diagnóstico. Amostras de sangue foram coletadas de 226 animais em oito propriedades rurais, utilizando tubos de coleta com e sem anticoagulante. Realizou-se a extração de DNA e análises moleculares utilizando iniciadores específicos para os genes msp5 (A. marginale), sbp-4 (B. bovis) e rap-1a (B. bigemina). Além disso, foram preparados esfregaços sanguíneos e realizado o teste sorológico ELISA indireto. A técnica de nested PCR revelou frequências de 73,5 % para A. marginale, 27,9 % para B. bovis e 35 % para B. bigemina. No exame de esfregaço sanguíneo, A. marginale foi detectado em 42,9 % dos animais, enquanto Babesia spp. foram observadas em apenas 0,88 % deles. As taxas de soropositividade foram de 26,5 % para A. marginale, 27,9 % para B. bigemina e 66,4 % para B. bovis. Animais com até um ano de idade apresentaram maiores frequências de infecção pelo diagnóstico molecular, e A. marginale foi o patógeno mais frequentemente associado à anemia. Estes resultados confirmam a circulação ativa desses hemoparasitos em bovinos da área de estudo e destacam a importância do uso de abordagens diagnósticas complementares para melhor compreender a epidemiologia das doenças bovinas transmitidas por carrapatos.
Palavras-chave: Tristeza parasitária bovina, PCR, sorologia, esfregaço sanguíneo, epidemiologia.

Downloads

Não há dados estatísticos.

Referências

1.Grisi L, Leite RC, Martins JRS, Barros ATM, Andreotti R, Cançado PHD, Leon AAP, Pereira JB, Villela HS. Reassessment of the potential economic impact of cattle parasites in Brazil. Braz. J. Vet. Parasitol. 2014;23(2):150–156. Available from: https://doi.org/10.1590/s1984-29612014042

2.Shebish E, Vemulapalli R, Oset C. Prevalence and molecular detection of Anaplasma marginale, Babesia bovis and Babesia bigemina in cattle from Puntarenas Province, Costa Rica. Vet. Parasitol. 2012;188:164–167. Available from: https://doi.org/10.1016/j.vetpar.2012.03.009

3.Vidotto O, Marana ERM. Anaplasmose bovina: aspectos epidemiológicos, clínicos e controle. Semina: Ciênc. Agrár. 1999;20(1):98–106. Available from: https://doi.org/10.5433/1679-0359.1999v20n1p98

4.Kocan KM, de la Fuente J, Blouin EF, Coetzee JF, Ewing SA. The natural history of Anaplasma marginale. Vet. Parasitol. 2010;167(2–4):95–107. Available from: https://doi.org/10.1016/j.vetpar.2009.09.012

5. Kessler RH. Considerações sobre a transmissão de Anaplasma marginale. Pesqui. Vet. Bras. 2001;21(4):177–179. Available from: https://doi.org/10.1590/S0100-736X2001000400009

6. Suarez CE, Noh S. Emerging perspectives in the research of bovine babesiosis and anaplasmosis. Vet. Parasitol. 2011;180(1–2):109–125. Available from: https://doi.org/10.1016/j.vetpar.2011.05.032

7. Silva JB, Gonçalves LR, Varani AM, Andre MR, Machado RZ. Genetic diversity and molecular phylogeny of Anaplasma marginale studied longitudinally under natural transmission conditions in Rio de Janeiro, Brazil. Ticks Tick Borne Dis. 2015;6(4):499–507. Available from: https://doi.org/10.1016/j.ttbdis.2015.04.002

8. Costa SCL, Magalhães VCS, Oliveira UV, Carvalho FS, Almeida CP, Machado RZ. Transplacental transmission of bovine tick-borne pathogens: Frequency, co-infections and fatal neonatal anaplasmosis in a region of enzootic stability in the northeast of Brazil. Ticks Tick Borne Dis. 2016;7:270–275. Available from: https://doi.org/10.1016/j.ttbdis.2015.11.001

9. Gonçalves PM. Epidemiologia e controle da tristeza parasitária bovina na região sudeste do Brasil. Ciênc. Rural. 2000;30(1):187–194. Available from: https://doi.org/10.1590/S0103-84782000000100030

10. Kocan KM, de la Fuente J, Blouin EF, Garcia-Garcia JC. Anaplasma marginale (Rickettsiales: Anaplasmataceae): Recent advances in defining host-pathogen adaptations of a tick-borne rickettsia. Parasitology. 2004;129:285–300. Available from: https://doi.org/10.1017/s0031182003004700

11. Al-Hosary AAT. Comparison between conventional and molecular methods for diagnosis of bovine babesiosis (Babesia bovis infection) in tick-infested cattle in Upper Egypt. J. Parasitol. Dis. 2017;41(1):243–246. Available from: https://doi.org/10.1007/s12639-016-0785-2

12. Jain NC. Essentials of Veterinary Hematology. Philadelphia: Lea and Febiger; 1993. p. 76–250.

13. Silva JB da, Fonseca AH da. Análise dos fatores de risco relacionados à resposta imune humoral anti-Anaplasma marginale em vacas de leite. Semina: Ciênc Agrár. 2013;34(2):777–784. https://doi.org/10.5433/1679-0359.2013v34n2p777

14. Machado RZ, Montassier HJ, Pinto AA, Lemos EG, Machado MR, Valadão IF, Barci LG, Malheiros EB. An enzyme-linked immunosorbent assay (ELISA) for the detection of antibodies against Babesia bovis in cattle. Vet. Parasitol. 1997;71(1):17–26. Available from: https://doi.org/10.1016/s0304-4017(97)00003-4

15. Frey A, Di Canzio J, Zurakowski D. A statistically defined endpoint titer determination method for immunoassays. J. Immunol. Methods. 1998;221(1–2):35–41. Available from: https://doi.org/10.1016/s0022-1759(98)00170-7

16. Sambrook J, Fritsch EF, Maniatis T. Molecular Cloning: A Laboratory Manual. 2nd ed. Cold Spring Harbor, NY: Cold Spring Harbor Laboratory Press; 1989. Volume 1.

17. Singh, H., Haque, M., Singh, N. K., & Rath, S. S. (2012). Molecular detection of Anaplasma marginale infection in carrier cattle. Ticks Tick Borne Dis. 2012; 3(1): 55-58. Available from: https://doi.org/10.1016/j.ttbdis.2011.10.002

18. Terkawi MA, Huyen NX, Shinuo C, Inpankaew T, Maklon K, Aboulaila M, et al. Molecular and serological prevalence of Babesia bovis and Babesia bigemina in water buffaloes in the northeast region of Thailand. Vet. Parasitol. 2011;178(3–4):201–207. Available from: https://doi.org/10.1016/j.vetpar.2011.01.041

19. Ayres M, Ayres Jr M, Ayres DL, Santos AS. Bioestat 5.0: aplicações estatísticas nas áreas das ciências biomédicas. Belém: Mamirauá; 2007.

20. Weiss DJ, Wardrop KJ, eds. Schalm’s Veterinary Hematology. 6th ed. Hoboken, NJ: Wiley Blackwell; 2010.

21. Ganguly A, Maharana BR, Ganguly I, Kumar A, Potliya S, Arora D, Bisla RS. Molecular diagnosis and haemato-biochemical changes in Anaplasma marginale infected dairy cattle. Indian J. Anim. Sci. 2018;88(9):989–993. Available from: https://doi.org/10.56093/ijans.v88i9.83538

22. Das D, et al. Naturally occurring Anaplasma marginale infection in cattle: Molecular prevalence and associated risk factors, haemato-biochemical alterations, oxidant/antioxidant status and serum trace mineral levels. Microb. Pathog. 2022;167:105575. Available from: https://doi.org/10.1016/j.micpath.2022.105575

23. Soares CO, Souza JCP, Madruga CR, Madureira RC, Massard CL, Fonseca AH. Soroprevalência de Babesia bovis em bovinos na mesorregião Norte Fluminense. Pesqui. Vet. Bras. 2000;20(2):75–79. Available from: https://doi.org/10.1590/S0100-736X2000000200004

24. Silva JB, Santos PN, Fonseca AH. Molecular and serological detection of Babesia bovis and Babesia bigemina in cattle from Rio de Janeiro, Brazil. Semina: Ciências Agrárias. 2014;35(6):3139-3146. Available from: https://doi.org/10.5433/1679-0359.2014v35n6p3139

25. Sharma A, Singla LD, Kaur P, Bal MS. PCR and ELISA vis-à-vis microscopy for detection of bovine anaplasmosis: a study on associated risk of an upcoming problem in North India. Sci. World J. 2015;2015:352519. https://doi.org/10.1155/2015/352519

26. Bahia M, Silva LTD, Silva BMD, Cordeiro MD, Guterres A, Silva CBD, Silva JBD, Fonseca AH. Genetic diversity of Anaplasma marginale in calves with anaplasmosis on farms in Minas Gerais, Brazil. Ticks Tick Borne Dis. 2021;12(1):101552. Available from: https://doi.org/10.1016/j.ttbdis.2020.101552

27. Ramos CA, Araújo FR, Souza II, Guedes DS Jr, Rangel HA, Farias TA, et al. Comparação entre diversos antígenos para o diagnóstico de Anaplasma marginale por ELISA. Pesq Vet Bras. 2010;30(1):37-41. https://doi.org/10.1590/S0100-736X2010000100006

28. Aubry P, Geale DW. A review of bovine anaplasmosis. Transbound. Emerg. Dis. 2011;58:1–30. Available from: https://doi.org/10.1111/j.1865-1682.2010.01173.x

29. De UK, et al. Correlations among Anaplasma marginale parasitemia and markers of oxidative stress in crossbred calves. Trop. Anim. Health Prod. 2012;44:385–388. Available from: https://doi.org/10.1007/s11250-011-9938-6

30. de la Fournière S, Paoletta MS, Guillemi EC, Sarmiento NF, Donati PA, Wilkowsky SE, et al. Development of highly sensitive one step-PCR tests for improved detection of Babesia bigemina and Babesia bovis. Vet Parasitol. 2021;296:109493. https://doi.org/10.1016/j.vetpar.2021.109493

31. Giglioti R, Vercesi Filho AE, Domingos AG, Silva SS, Cunha RC, Ibelli AMG, et al. Detection and quantification of Babesia bovis and Babesia bigemina using different target genes. Res Vet Sci. 2024;168:105122. https://doi.org/10.1016/j.rvsc.2023.105122

32. Machado RZ, Teixeira MM, Rodrigues AC, André MR, Gonçalves LR, Barbosa da Silva J, Pereira CL. Molecular diagnosis and genetic diversity of tick-borne Anaplasmataceae agents infecting the African buffalo Syncerus caffer from Marromeu Reserve in Mozambique. Parasit Vectors. 2016;9:454. https://doi.org/10.1186/s13071-016-1715-y

33. de Jesus Fernandes S, Matos CA, Freschi CR, de Souza Ramos IA, Machado RZ, André MR. Diversity of Anaplasma species in cattle in Mozambique. Ticks Tick Borne Dis. 2019;10(3):651-664. https://doi.org/10.1016/j.ttbdis.2019.02.012

34. Esmaeilnejad B, Tavassoli M, Samiei A, Hajipour N, Imani-Baran A, Farhang-Pajuh F. Evaluation of oxidative stress and antioxidant status, serum trace mineral levels and cholinesterase activity in cattle infected with Anaplasma marginale. Microb. Pathog. 2018;123:402–409. Available from: https://doi.org/10.1016/j.micpath.2018.07.039

35. Jonsson NN, Bock RE, Jorgensen WK, Morton JM, Stear MJ. Is endemic stability of tick-borne diseases in cattle a useful concept? Trends Parasitol. 2012;28:85–89. Available from: https://doi.org/10.1016/j.pt.2011.12.002