INTRODUÇÃO

A caprinocultura mundial vem apresentando notório crescimento nos aspectos qualitativos e quantitativos, devido, principalmente à introdução comercial de biotecnologias como a inseminação artificial, transferências de embriões e produção in vitro de embriões, sobretudo nos países em desenvolvimento, que são os detentores dos maiores rebanhos (COGNIÉ & BARIL, 2002).

De acordo com FONSECA (2005), estima-se um crescimento da ordem de cinco vezes o rebanho atual nos próximos 20 anos, multiplicando-o em mais de 50 milhões de cabeças. Todavia, em função das condições adversas próprias do ambiente com estresse térmico, a infertilidade causada é um problema de ordem multifatorial, pois afeta as funções fisiológicas e celulares. No que diz respeito à função reprodutiva, o estresse térmico compromete o crescimento folicular (WOLFENSON et al., 1995), a secreção hormonal (ROTH et al., 2000), a função do endométrio (MALAYER et al., 1988), o fluxo sanguíneo para o útero (FERRO et al., 2010) e a capacidade de desenvolvimento do oócito (AL-KATANANI et al., 2002) e do embrião (EALY et al., 1993).

O efeito deletério multifatorial causado pelo estresse térmico compromete a fertilidade em ovinos (OZAWA et al., 2005), suínos (WENTZ et al., 2001), coelhos (WOLFENSON & BLUM, 1988) e bovinos (EDWARDS & HANSEN, 1997; ROCHA et al., 2012). O embrião bovino no período de pré-implantação tem sido o foco de estudos visando elucidar problemas reprodutivos associados ao estresse calórico, mas pouco se conhece quando se refere aos caprinos. Alguns experimentos demonstraram que o embrião bovino no início do desenvolvimento é severamente afetado pelo estresse calórico e que o mesmo adquire resistência à temperatura elevada, à medida que progride no desenvolvimento (EALY et al., 1993).

O estresse térmico causa no oócito e no embrião o processo de morte celular programada conhecida como apoptose, em que ocorre autodigestão controlada das células (ROTH & HANSEN, 2004). Morfologicamente, a apoptose caracteriza-se por agregação e condensação da cromatina (forma de meia-lua ou ferradura), condensação e fragmentação do núcleo, contração e condensação do citoplasma, protrusões na membrana plasmática, contração das organelas, formação de vacúolos citoplasmáticos, colapso da estrutura da célula, fragmentação celular sem extravasamento do conteúdo intracelular e formação de corpos apoptóticos (BROKER et al., 2005).

A manipulação dos mecanismos envolvidos na indução de apoptose embrionária após o estresse térmico oferece alternativas para minimizar os efeitos negativos da temperatura elevada sobre a capacidade reprodutiva das fêmeas (PAULA-LOPES & HANSEN, 2002b).

Devido à necessidade de conhecer os efeitos do estresse térmico calórico no oócito e no embrião, objetivou-se como este estudo avaliar a influência das estações seca e chuvosa na capacidade de desenvolvimento de oócitos e produção in vitro de embriões da espécie caprina.

MATERIAL E MÉTODOS

Foram utilizados ovários de cabras mestiças com idade variando de 12 a 46 meses, adquiridas na região do semiárido pernambucano e abatidas no abatedouro Suimax, localizado na cidade de Igarassu, Região Metropolitana do Recife-PE, (latitude 08° 03' 14'' S, longitude 34° 52' 52'' W). A temperatura ambiente mínima e máxima oscilou entre de 23 a 33º C na estação seca (outubro/2007 a março/2008) e de 18 a 31° C na chuvosa (abril a setembro/2008). A umidade relativa média do ar foi de 71% no período seco e 85% no período chuvoso (INMET, 2009).

Imediatamente após o abate, os ovários foram acondicionados em garrafa térmica contendo solução fisiológica aquecida a temperatura de 30º C acrescida de 30 mg/mL de sulfato de gentamicina (meio de transporte). Em um período máximo de uma hora foram transportados ao Laboratório de Biotécnicas da Reprodução da Universidade Federal Rural de Pernambuco (UFRPE).

Os complexos cumulus oophorus (CCOs) foram colhidos de folículos ovarianos que mediam entre 2 a 6 mm de diâmetro pela técnica de fatiamento (slicing – produção de pequenas incisões simultâneas múltiplas na superfície do ovário com auxílio de um escarificador). O líquido folicular foi depositado em placa de Petri contendo o meio de colheita (MC) constituído por 8,0 mg de bicarbonato de sódio, 45,0 mg de glicose, 5,6 mg de piruvato de sódio, 11,9 mg de HEPES, 2,5 mg de sulfato de gentamicina e 20,0 mg de álcool polivinílico em 50 mL de TALP.

Os CCOs depositados em placa de Petri foram recuperados e classificados quanto a qualidade conforme GONÇALVES et al. (2007). Os oócitos foram lavados (três vezes) no meio MC, em seguida foram colocados em grupos de 25 oócitos em gotas de 100 mL sob óleo de parafina esterilizada, em meio básico de maturação (MBM) constituído por TCM-199 suplementado com 50 mg/mL de piruvato de sódio, 2,6 mg/mL de bicarbonato de sódio, 10% de soro fetal bovino (SFB), 50 mg/mL de sulfato de gentamicina, 20 μg/mL de FSH/LH (Pluset^®) e 1 mg/mL de álcool polivinílico. Imediatamente depois, os oócitos foram colocados em estufa a 39º C, com atmosfera úmida contendo 5% de CO₂, durante 24 horas.

Após 24 horas de maturação, os oócitos foram submetidos ao processo de fecundação in vitro, utilizando-se sêmen fresco, conforme LIMA et al. (2006). Cuidadosamente, 0,1 mL de sêmen foi depositado em tubos cônicos de centrífuga contendo 1,5 mL de meio definido modificado (mDM), de acordo com KESKINTEPE et al. (1998), o qual foi constituído de 125 mg de glicose, 155,2 mg de bicarbonato de sódio, 6,9 mg de piruvato de sódio, 50,0 mg de álcool polivinílico, 50,0 mg de cafeína e 50 μg/mL de gentamicina em 50 mL de mDM. Posteriormente, foram inclinados em ângulo de 45º com a finalidade de se obter a migração espermática ascendente. Decorridos 45 minutos do “Swim-Up”, 0,8 mL da porção superior de cada tubo foram aspirados e centrifugados a 350 G por 10 minutos. Descartado o sobrenadante, 200 mL do meio mDM contendo 10 mg/mL de heparina foi acrescentado a 200 mL do pellet resultante da centrifugação.

Antes da exposição aos espermatozóides, os oócitos foram avaliados quanto à morfologia e somente aqueles que apresentaram boa expansão das células do cumulus foram lavados em mDM. Posteriormente, 25 oócitos foram transferidos para as gotas de 100 mL do mesmo meio sob óleo de parafina esterilizada, local onde foi depositada a suspensão espermática na concentração final de 2 x 10⁶ espermatozóides/mL. Os gametas foram incubados em condições idênticas as de maturação durante o período de 18 horas.

Os zigotos foram mecanicamente desnudados no agitador mecânico Vortex^® em meio Synthetic oviduct fluid modificado (SOFm) durante dois minutos a velocidade “7” (escala 1-10), e 25 estruturas foram transferidas para as gotas de 100 mL do meio SOFm suplementados com 10% de SFB, sob óleo de parafina esterilizada. Essas estruturas foram incubadas a 39° C em atmosfera úmida com 5% de CO₂, 5% O₂ e 90% N₂.

Foram realizadas 12 repetições, sendo utilizados 1249 oócitos na estação na seca e 1235 na chuvosa. Em cada repetição, os CCOs foram submetidos à maturação in vitro (MIV), fertilização in vitro (FIV) e cultivo in vitro (CIV). A média e desvio padrão da taxa de clivagem foi determinada no dia 3 (D-3) e dos embriões que se desenvolveram aos estádios de 8-16 células, mórula e blastocisto foi determinada nos dias 4 (D-4), 5 (D-5) e 8 (D-8) após a fecundação, respectivamente.

A fragmentação de DNA característica de apoptose foi analisada com o ensaio denominado terminal deoxynucleotidyl transferase-mediated dUTP nick end labeling (TUNEL). Nesse ensaio, o grupo 3’-OH do DNA fragmentado foi marcado com fluoresceína (FITC) por meio da reação enzimática mediada pela enzima deoxinucleotidil transferase (Tdt), a qual catalisa a polimerização de nucleotídeos modificados no terminal 3’-OH (ROTH & HANSEN, 2004).

Os blastocistos foram fixados em 100 µL da solução de 4% de paraformaldeído por uma hora em temperatura ambiente. Em seguida, as amostras foram lavadas três vezes em 100 µL da solução de 1 mg/mL de Polivinilpirrolidona (PVP) + 100 µL de Phosphate-Buffered Saline (DPBS) e incubados em 100 µL de meio de permeabilização (0,5% de Triton X-100 contendo 0,1% de citrato de sódio) por uma hora. Após a permeabilização, as amostras foram armazenadas a 4° C em solução de PBS-PVP até a realização do ensaio de TUNEL. No dia do ensaio de TUNEL, as amostras foram lavadas três vezes em gotas de 100 µL DPBS-PVP e incubadas em 15 μL da mistura de TUNEL por uma hora a 37° C. Em seguida, as amostras foram lavadas em PBS-PVP, incubadas com o corante de DNA 4’,6-diamidino-2-phenyindole dihydrochloride (DAPI) por 15 minutos, lavadas em gotas de 100 μL de DPBS-PVP. A identificação de embriões positivos para apoptose e a morfologia nuclear embrionária foi realizada com auxílio de um microscópio de fluorescência, com aumento de 1000x por meio da contagem total de células por blastocisto com o corante DAPI e da determinação de blastômeros positivos para apoptose. Essas técnicas foram conduzidas de acordo com aquelas utilizadas por PAULA-LOPES & HANSEN (2002ab), bem como por ROTH & HANSEN (2004).

Foi realizada análise de variância pelo método dos quadrados mínimos utilizando-se o procedimento PROC GLM (para variáveis fixas) e PROC MIXED (para variáveis fixas e aleatórias) do pacote estatístico SAS (SAS, 1986). Os dados foram previamente avaliados quanto às premissas para análise de variância (homogeneidade das variáveis e normalidade dos resíduos). As variáveis dependentes e independentes foram estabelecidas de acordo com o delineamento de cada etapa do experimento. Os modelos estatísticos usados incluíram os efeitos principais e todas as possíveis interações.

RESULTADOS

            No que concerne ao total de estruturas recuperadas, os resultados demonstram que não existe diferenças (P > 0,05) entre as médias do número de oócitos recuperados nas estações seca e chuvosa. Quanto à média dos oócitos maturados e fertilização in vitro, também não houve diferença (P > 0,05) em função da estação do ano, mantendo-se as mesmas condições entre os grupos estudados nas estações seca e chuvosa (Tabela 1).

Durante o processo de produção in vitro, foi observado que as médias dos embriões clivados no D-3 e dos embriões na fase de mórula (D-5) apresentaram diferenças significativas (P < 0,05) quando comparadas as estações seca e chuvosa. Já os embriões cultivados in vitro (CIV) no D-4 e os que chegaram à fase de blastocistos (D-8) não apresentaram diferenças significativas (P > 0,05) entre essas duas estações do ano (Tabela 2).

Foi encontrada diferença (P < 0,05) em blastocistos cultivados até o D-8 com relação as estações climáticas observadas neste estudo, em que a porcentagem de blastocistos com fragmentação no DNA positivos para apoptose na seca foi 12,28%, proporcionalmente superior à porcentagem encontrada na estação chuvosa (7,24%) (Figura 1).

DISCUSSÃO

Utilizando-se meio de maturação composto de TCM-199 suplementado com cisteamina, fator de crescimento epidermal e gentamicina, FREITAS et al. (2007) obtiveram uma taxa de maturação nuclear de 48,90% em caprinos, valores próximos aos encontrados neste experimento nas estações seca e chuvosa. COGNIÉ & BARIL (2002) verificaram que, após a fertilização e cultivo in vitro durante uma semana, 60 a 70% dos oócitos maturados in vivo (ovulados) se desenvolvem até o estádio de blastocisto; no entanto, a taxa de desenvolvimento dos blastocistos varia de 35 a 50% para os oócitos maturados in vitro na espécie caprina. Esses resultados são superiores aos obtidos neste experimento em ambas as estações. CHIAMENTI et al. (2010), pesquisando a adição de retinol e ácido retinóico ao meio de maturação e retinóides associados ao fator de crescimento IGF-I ao meio de cultivo in vitro, obteve a média de 7,2 ± 0,7 blastocistos, resultados similares aos obtidos neste estudo.

Durante o desenvolvimento embrionário, após a maturação e fecundação in vitro, ocorrem alterações importantes que tornam essas estruturas mais susceptíveis aos efeitos deletérios do estresse térmico calórico quando comparada àquelas derivadas de oócitos maturados in vivo (KIM et al., 1996). AL-KATANANI et al. (2002) afirmaram que isso ocorre por uma maturação citoplasmática incompleta. De acordo com HENDRIKSEN et al. (2000), a quebra da vesícula germinativa (VG) in vitro ocorre mais rapidamente (5 a 6h) do que in vivo (7 a 10h), sugerindo que, antes de continuar a maturação, é requerido um período de pré-maturação, que ocorre naturalmente in vivo durante o desenvolvimento pré-ovulatório, dificultando, assim, as etapas de cultivo embrionário in vitro, principalmente quando o embrião está submetido a estresse térmico calórico (PAULA-LOPES & HANSEN, 2002b).

A estação de melhores taxas de desenvolvimento embrionário, representado pela taxa de clivagem (D-3) e mórula (D-5), foram aqueles em que as temperaturas estavam mais baixas, período em que os animais estão menos sujeitos ao estresse calórico, conferindo-lhes maior sucesso reprodutivo como referido na espécie bovina (WOLFESON et al., 2001). No entanto, o período compreendido entre outubro a março é também a época de maior estiagem do ano, sendo crítico na região Nordeste para o cultivo de pastagens, resultando em menor oferta em volume e qualidade de alimento para os animais criados na caatinga (YDOYAGA et al., 2010).

A baixa disponibilidade de melhores pastagens em época seca proporciona um aporte nutricional inadequado, refletindo na redução gradativa de peso, tendo influência negativa nas taxas de crescimento e tamanho do folículo ovulatório, resultando em alterações na viabilidade e maturação dos oócitos, conforme demonstrado por WEBB et al. (2004). Os animais estavam provavelmente submetidos a essas condições de pastagens; contudo, o efeito nutricional sobre a qualidade dos oócitos pode não ser imediato. Tal efeito retardado deve-se, provavelmente, à capacidade biológica de armazenar recursos durante a época de abundância de pastagens para a manutenção das atividades fisiológicas em condições adversas. Com isso, o efeito nutricional sobre o potencial de desenvolvimento dos oócitos surge posteriormente, quando as reservas do animal se reduzem (WEBB et al., 2004). Dessa maneira, a manutenção das taxas de cultivo in vitro no período da seca pode ser devida a essa capacidade do animal de utilizar suas reservas, apesar da menor disponibilidade de pastagem (GONZALES-BULNES et al., 2004).

Quanto à apoptose, uma de suas funções é eliminar células que são danificadas por estresse. Segundo MATSUMOTO et al. (1997) e FUSE et al. (1998), o choque térmico, por exemplo, induz apoptose em muitos tipos de células. Embora vários estudos recentes tenham demonstrado que a pré-implantação de embriões em uma fase específica pode acarretar apoptose (MATWEE et al., 2000), poucos estudos têm avaliado o papel do estresse na indução da apoptose em embriões (PAULA-LOPES & HANSEN, 2002a).

As altas temperaturas ambientais podem produzir um estresse térmico celular associado a perdas embrionárias in vitro (JU et al., 1999), podendo induzir apoptose, conforme determinado por reação do teste de TUNEL (PAULA-LOPES & HANSEN, 2002a). Neste estudo, possivelmente devido às temperaturas ambientais encontradas e à reconhecida resistência da espécie caprina às adversidades do ambiente, apenas 7,24% a 12,28% dos blastômeros nas estações seca e chuvosa, respectivamente, foram positivos para marcação do teste de TUNEL após exposição às condições ambientais, sendo possível que apoptoses mais extensas comprometam o desenvolvimento embrionário após estresses mais severos (JU et al., 1999; PAULA-LOPES & HANSEN, 2002b).

A exposição dos embriões em um ambiente adverso na pré-implantação pode aumentar o número de células apoptóticas (PAULA-LOPES & HANSEN, 2002a). Segundo PAULA-LOPES & HANSEN (2002b), o efeito deletério do choque térmico em células embrionárias depende da magnitude do choque térmico e do estágio de desenvolvimento. A apoptose é um fenômeno adquirido que ocorre em embriões expostos à temperatura elevada e pode ser prevenida pela indução de termotolerância. Neste estudo, a fase de clivagem embrionária no D-3 apresentou diferença entre as estações. Assim, segundo PAULA-LOPES & HANSEN (2002b) e BROKER et al. (2005), o choque térmico no estádio de 2-4 célula resulta em um maior número de células embrionárias apoptóticas do que o choque térmico em fases posteriores de cultivo in vitro.

Mais estudos avaliando outros índices de desenvolvimento, bem como os efeitos das estações seca e chuvosa deverão adicionar subsídios sobre as implicações da apoptose induzida por estresse térmico ambiental na sobrevivência embrionária da espécie caprina.

CONCLUSÃO

            Nas condições observadas neste estudo, os resultados permitem concluir que as fases iniciais do cultivo e desenvolvimento embrionário sofrem maior impacto negativo durante a estação seca em protocolos de PIV na espécie caprina.

AGRADECIMENTOS

Protocolado em: 29 mar. 2010.  Aceito em 12 dez. 2012.