Poecilia vivipara
(guaru), peixe neotropical de pequeno porte, eurialino, tem sido usado
como biomonitor. Analisou-se a musculatura dorsal e ventral do guaru, a
fim de se padronizar metodologias para avaliação da estrutura normal
deste tecido, com a perspectiva de que sejam usados em estudos de
toxicidade. Para tanto, realizaram-se fixações químicas e físicas, que
visaram procedimentos histológicos e histoquímicos de coloração e
reação. Os métodos H.E. e TM evidenciaram a organização das FMEE, com
feixes musculares epiaxial e hipaxial e conjuntivo associado. O AM
marcou as FMEE e facilitou a observação dos sarcômeros com a presença
de uma fina faixa corada metacromaticamente. Parte das FMEE foi PAS
positiva e amilase reativa, indicando a distribuição de glicogênio
entre as fibras. Na presença do SBB, as fibras foram reativas,
principalmente na região dorsal, indicando a presença de lipídeos. Na
SDH pH 10,5 detectou-se presença de células com citoplasma rico em
enzimas mitocondriais. As FMEE coradas com AT apresentaram-se
organizadas em faixas transversais alternadas, que correspondem ao
padrão visualizado ao MET. O uso destas metodologias permitiu indicar a
musculatura do guaru como um instrumento para estudos de variações
ambientais, visto que sua estrutura normal é padrão nos teleósteos.
PALAVRAS-CHAVES: Fibra muscular, morfologia, peixe neotropical.
ABSTRACT
HISTOLOGICAL, HISTOCHEMICAL AND ULTRASTRUCTURAL ANALYSIS OF THE DORSAL AND VENTRAL MUSCULATURE OF THE GUARU (Poecilia vivipara BLOCHI & SCHNEIDER, 1801)
Poecilia vivipara (guaru), a
neotropical, small, euryhaline fish, has been being used as a
biomonitor. Dorsal and ventral muscles of Poecilia vivipara were
analyzed to standardize methodologies for evaluating the normal tissue
structure, in order to use them in toxicity studies. Thus, chemical and
physical fixations were carried out, aiming at the histological and
histochemical procedures of staining and reaction. The methods HE and
MT revealed the organization of SSMF with epiaxial and hypaxial muscle
bundles and associated conjunctive. MA marked the SSMF and facilitated
the observation of sarcomeres in the presence of a thin
metacromatically stained band. Part of the SSMF was positive PAS and
reactive amylase, indicating the distribution of glycogen within the
fibers. In the presence of SBB the fibers were reactive mainly in the
dorsal region, indicating the presence of lipids. Cells with
mitochondrial enzyme-rich cytoplasm were found in SDH pH 10.5. The SSMF
stained with AT were arranged in alternating transverse bands, which
correspond to the pattern seen under the MET. The use of these
methodologies allowed the indication of Poecilia vivipara muscles as a
tool for environmental variations studies, because its normal structure
is standard in teleosts.
KEYWORDS: Morphology, muscle fiber, neotropical fish.
INTRODUÇÃO
O movimento em organismos multicelulares é desempenhado por células
especializadas, as fibras musculares, e contraem-se de acordo com
estímulos apropriados (HUXLEY, 1954). Os estímulos desencadeiam
ativações moleculares e permitem que conjuntos de proteínas contráteis
respondam de forma eficaz, na dependência de energia e funcionalidade
de outras moléculas para desempenharem sua atividade (ALEXANDER, 2004).
A organização das fibras musculares em peixes elasmobrânquios e
teleósteos corresponde a um músculo axial, constituído principalmente
de fibras brancas-rápidas, que são cobertas por uma camada fina de
fibras musculares vermelhas-lentas, com uma camada de fibras-rosa entre
elas (SANTOS, 2007). As fibras vermelhas possuem alta capacidade
aeróbica e contração lenta, tendo a cor do músculo relação como grau de
vascularização das fibras, em consequência da grande quantidade de
mioglobinas e citrocromos (KIESSLING
et al.,
2006). As fibras brancas possuem alta capacidade anaeróbica e
glicolítica, além de rápida contração, correspondendo nunca menos que
70% dos músculos esqueléticos (SÄNGER & STOIBER, 2001; CEDIEL
et al.,
2008). Mitocôndrias, que interrompem a organização das miofibrilas, são
poucas, bem como gotas lipídicas e mioglobinas estão presentes em
pequena quantidade (KIESSLING
et al.,
2006). As fibras rosas, ou intermediárias em jovens e adultos de
teleósteos, estão entre as fibras musculares branca e vermelha.
Caracterizam-se pela rápida contração, resistência à fadiga e
velocidade de encurtamento (KIESSLING
et al., 2006).
A presença de um ou mais tipos de fibras e a distribuição e frequência
dos subtipos são determinantes das características metabólicas e
contráteis do músculo esquelético, revelando suas propriedades
bioquímicas e fisiológicas. É válido ressaltar que o fenótipo
definitivo de fibras musculares esqueléticas adultas é resultado de
eventos que começam no embrião e são modulados no decorrer da vida do
organismo (SARTORI
et al., 2001).
O conhecimento quantitativo da composição química dos músculos de
peixes de interesse comercial é importante para a formulação de dietas
apropriadas, para a definição de procedimentos técnicos e para as
indústrias de processamento de pescado (SALES & SALES, 1990).
O estudo dos componentes biológicos em peixes tem sido utilizado como
bioindicador de qualidade ambiental. Substâncias tóxicas lançadas no
ambiente por ações antrópicas fazem com que estes interajam com o
organismo vivo, provocando alterações que podem gerar graves
desequilíbrios ecológicos (ARIAS
et al., 2007). Segundo SELLANES
et al.
(2002), a musculatura de peixes serve para monitoramento dos teores de
mercúrio total nos organismos aquáticos utilizados para consumo humano,
tanto pelas autoridades sanitárias quanto pela sociedade, por ações
antrópicas.
Diversos estudos têm sido realizados com o intuito de se verificar a
acumulação tanto de mercúrio quanto de outros metais pesados (SELLANES
et al., 2002; PLOETZ
et al., 2007; SEIXAS
et al.,
2007). Para averiguar o grau de contaminação de ambientes aquáticos por
metais pesados Zn, Cu, Mn e Cd, foram realizados estudos de
monitoramento da concentração desses metais no fígado, pele e músculo
do
Lethrinus lentjan
(Lacepéde, 1802), constatando-se que as maiores concentrações de cádmio
foram encontradas no fígado e no músculo, sugerindo que tais tecidos
são bons bioindicadores (AL-YOUSUF
et al., 2000).
O pescado, quer de água doce, quer marinho, não tem sido fiscalizado de
maneira sistemática como é necessário, por órgãos oficiais, conforme
KITAHARA
et al. (2000), o que justifica o uso de espécimes forrageiros como biomonitores em condições ambientais naturais ou no cativeiro.
Neste estudo, foi utilizado como elo biológico o guaru, recebendo
outras denominações vulgares no Brasil segundo IHERING (1931). Sua
classificação taxonômica obedeceu aos critérios de ROSEN & CORNFORD
(1963), como segue:
Poecilia vivipara, pertencentes à ordem Cyprinodontiformes e à família Poeciliidae.
Os guarus são espécimes larvófagos, onívoros e cosmopolitas do
continente americano, usados como espécimes forrageiros em criadouros
de peixes. O fato de serem eurialinos, ou seja, responderem e se
adaptarem a variações de salinidade nos corpos d´água, permite
que estes sejam responsivos às condições adversas do ambiente aquático
(SABÓIA-MORAIS, 1996).
A proposta deste trabalho foi estudar a distribuição histológica das
fibras musculares estriadas esqueléticas na musculatura dorsal e
ventral do
P. vivipara,
analisar respostas de fibras constituintes destes músculos através do
uso de histoquímica e determinar o procedimento de fixação e meio de
inclusão que melhor preserve a morfologia e os sítios de reação para
fins de contribuir com a biologia da conservação.
MATERIAL E MÉTODOS
Coletaram-se seis fêmeas adultas guarus em tanques específicos (16o 35’
37”S e 49o 16’ 50” W), sendo transferidas para o Laboratório de
Comportamento Celular (LCC). Foram aclimadas durante 48 horas em
aquários de quarenta litros, dotados de aeração promovida por bombas de
ar, com temperatura da água mantida a ± 27ºC. O fotoperíodo
(claro/escuro) era de ciclos com 12:12 horas. O quantitativo de amônia
dissolvida na água era de 0 μl/L a 0,01μ/L. A alimentação diária foi
feita com ração comercial (Alcon COLOURS®). Removeram-se restos de
alimento e fezes diariamente, com sifão, seguindo-se de reposição do
volume da água.
Os guarus foram expostos à hipotermia, decapitados, eviscerados e
tiveram sua musculatura total fixada em diferentes soluções como
paraformaldeído a 10% e em tampão fosfato 0,1 M, pH 7,4 over night,
também em Bouin, Carnoy, Zenker, e McDowell. Incluíram-se alguns
fragmentos de músculo em parafina e outros em historresina
(Historresina Leica - USA), sendo seccionados a 4 e 2µm,
respectivamente.
Submeteu-se o material cortado aos métodos histológicos: hematoxilina e
eosina, azul de toluidina + floxina, azul de metileno e tricrômico de
masson, para ser observada a organização geral das fibras musculares.
Para a análise histoquímica foram utilizados: ácido periódico Schiff
(PAS), com a finalidade de detectar glicoconjugados neutros, e diastase
+ PAS, para diagnosticar a presença de glicogênio.
Realizou-se Sudan Black B para se verificar a distribuição e a
quantidade de lipídeos. A análise da tipagem muscular foi feita por
meio da técnica succinodesidrogenase em pH 10,5, após pré-incubação
ácida (pH 4,6), para a detecção de enzimas mitocondriais e com isso ser
diagnosticado o tipo de contração (rápida ou lenta) que a fibra
muscular apresenta.
Para análise do material em microscopia eletrônica, o tecido foi
imediatamente imerso em uma solução fixadora por 2,5% de glutaraldeído
(GTA) + 4% tampão fosfato (PFA) em tampão cacodilato de sódio
0,1mmol/L, pH 7,4, por três horas a 4ºC.
Em seguida, o material passou por um processo de pós-fixação em OsO
4
2% por uma hora. Após a desidratação, o tecido muscular foi embebido em
resina Spurr. As secções semifinas com 0,5 μm de espessura foram
coradas com azul de toluidina. Posteriormente, os cortes ultrafinos com
70 nm de espessura foram contrastados com acetato de uranila 0,5% e
citrato de chumbo 1% e analisados no microscópio eletrônico de
transmissão (Jeol 1200 EXII).
RESULTADOS
Em análise dos meios de fixação propostos, detectou-se que o fixador
mais adequado para o tecido em estudo foi o paraformaldeído a 10% em
tampão fosfato 0,1 M, pH 7,4. O Bouin, Zenker e o Carnoy não foram
eficientes para a preservação do tecido muscular em todos os sítios
estudados. A fixação realizada com uso de crioprotetor associado a
nitrogênio líquido caracterizou-se como eficaz para a preservação das
proteínas e outros componentes químicos.
A historresina mostrou-se como o meio de inclusão química mais
adequado, visto que se manteve a morfologia tecidual, com melhores
resultados do que a parafina. A coloração pelo tricrômico de Masson
possíbilitou observar a estrutura geral dos feixes musculares, cuja
coloração vermelha intensa marcou todas as fibras musculares epiaxiais
e hipoaxiais (
Figura 1).
Nas fibras da região epiaxial, a organização dos miótomos apresentou-se
com maior adensamento em relação à porção hipaxial. Foi possível
perceber na região dorsal a presença de duas estruturas musculares
denominadas supracarinalis, as quais, segundo WINTERBOTTOM (1974), são
como feixes de cordões pareados, que se localizam ao longo da região
dorsal e interconectam os elementos de suporte das nadadeiras pares e
mediana. Estas são individualizadas do restante dos miótomos hipoaxiais
por tecido conjuntivo denso. Observou-se também que os feixes
musculares encontram-se envolvidos por fibras colágenas (
Figura 1).
Os miótomos epiaxiais mostraram-se subdivididos por um septo de tecido
conjuntivo denominado septo vertical, o qual formou um eixo divisor
desde a região dorsal até a coluna vertebral, do qual partiram feixes
de fibras colágenas que subdividiam os miótomos (
Figura 1).
Nos cortes corados em HE, as fibras musculares mostraram-se acidófilas (
Figura 2), ao passo que seus núcleos periféricos eram basófilos.
A coloração azul de metileno evidenciou fibras musculares organizadas
segundo um padrão de faixas transversais alternadas, coradas em tons
crescentes de azul com uma fina faixa corada metacromaticamente (
Figura 3).
Na coloração pelo azul de toluidina junto com a floxina, as bandas A
das miofibrilas estavam representadas como espessas listras verticais
violetas, em virtude do padrão de metacromasia. As bandas claras
estiveram coradas em azul e nesta as bandas I foram atravessadas por
linhas escuras denominadas linhas Z. Estas igualmente apresentam padrão
metacromático, dividindo uma banda I em duas hemibandas. Os núcleos
localizam-se perifericamente nas fibras e apareceram corados em azul
intenso (
Figura 4).
Pelo PAS (ácido periódico Schiff), foi possível a identificação das
fibras glicolíticas, ou seja, fibras musculares que possuem o
glicogênio em grande quantidade e são de contração lenta (fibras
vermelhas). As fibras musculares esqueléticas reagiram de forma
distinta ao PAS. As regiões epiaxial e superficial apresentaram maior
positividade ao reativo, apesar de haver regiões em que foi possível se
observar uma mistura de fibras com diferentes padrões de reatividade (
Figura 5a).
Nos cortes que foram submetidos ao bloqueio pela diástase, constatou-se
que o conteúdo tratava-se de glicogênio, uma vez que elas não foram
reativas ao PAS, após a atividade enzimática ter se realizado (
Figura 5b).
A musculatura esquelética do guaru apresentou positividade para a
reação do Sudan Black B, que faz a marcação de lipídeos. Tanto na
região dorsal quanto ventral do peixe, constatou-se a presença de
fibras ricas em miofilamentos reativos aos Sudan Black B, sendo que a
positividade é maior em fibras vermelhas (
Figura 6).
Pela succinodesidrogenase (SDH) pH 10,5, foi confirmada a presença de
células com citoplasma pobre em enzimas mitocondriais na porção
ventral, ou seja, onde havia fibras brancas (
Figura 7), havia muitas fibras musculares reativas, principalmente na região epiaxial, rica em fibras vermelhas.
A microscopia eletrônica de transmissão possibilitou observar os
sarcômeros repetindo-se ao longo da miofibrila, separados por duas
estrias finas e eletrondensas, as chamadas linhas Z, e estando
presentes neste espaço a banda A e dois segmentos de banda I (
Figura 8).
E entre as miofibrilas foi possível notar a presença de retículo
sarcoplasmático e mitocôndrias, as quais se localizavam com grande
frequência na região adnuclear e nas proximidades do sarcolema (
Figura 9).
DISCUSSÃO
Ao comentar os resultados deste estudo, pode-se entender que a
padronização do método de fixação é essencial para que trabalhos de
análise quantitativa e qualitativa em músculo de peixes sejam
realizados com segurança, posto que a metodologia inadequada de fixação
leva à obtenção de resultados discrepantes (EGGINTON & CORDINER,
1995).
O Bouin, em virtude de suas propriedades coagulantes (AMARAL
et al.,
2004), não preservou o tecido muscular, pois promoveu retração dos
miótomos e das fibras, desordenando a morfologia tecidual. O mesmo foi
aceito para o Zenker e para o Carnoy. Entendeu-se que isso se deva aos
sítios de preservação que estes fixadores promovem.
O bom resultado obtido com paraformaldeído a 10% em tampão fosfato 0,1
M, pH 7,4 provavelmente se deva à sua capacidade de manutenção da
química das estruturas proteicas. O mesmo observado com a crioproteção,
que manteve a morfologia do tecido de forma satisfatória. Tais dados
estão de acordo com TAKAHASHI (1988), que indicou que a boa preservação
de proteínas e enzimas musculares é feita pela fixação física e por
poucas misturas fixadoras químicas, das quais as mais indicadas são as
que possuem aldeídos em sua composição.
A historresina foi considerada neste estudo como o mais adequado método
de inclusão química, primeiramente em razão da temperatura de
processamento do material. Além de outras vantagens como a
polimerização à temperatura ambiente, além de a resina permitir a fácil
integração dos cromógenos com os sítios ligantes. Isto possibilita a
realização de cortes mais finos e consequentemente maiores detalhes nas
análises feitas.
A parafina, ao exigir temperatura em torno de 65ºC, promoveu a retração
do tecidos muscular, bem como a desnaturação protéica, o que no caso
deste estudo foi desvantajoso.
O padrão geral de organização das fibras musculares esqueléticas dos
vertebrados, quando analisadas sob luz polarizada, mostrou diferenças
quanto à refringência. As bandas coradas em escuro birrefringentes,
denominadas anisotrópicas, correspondem à banda A, ao passo que as
claras são isotrópicas e correspondem às bandas I (BARRAL &
EPSTEIN, 1999).
Esse perfil é semelhante ao descrito por BARRAL & EPSTEIN (1999),
por ocasião da utilização da coloração azul de toluidina, em que foi
possível visualizar as bandas A coradas em violeta e as bandas I em
azul, representando um padrão metacromático na miofibrila, que refletiu
a refringência observada por meio da luz polarizada.
As fibras musculares posicionadas na periferia dos feixes musculares,
ou seja, na região epiaxial e lateral do guaru, apresentaram maior
positividade ao PAS, em relação à porção hipaxial, sendo essa reação
indicativa da presença de glicoproteínas neutras e glicogênio. No PAS,
ocorreu a oxidação aos grupamentos 1-2 glicol, produzindo aldeídos, e
estes foram reagentes com a fucsina descorada, chamada de reativo de
Schiff, dando um composto de adição, violeta e insolúvel. Esse mesmo
resultado foi obtido por KIESSLING
et al.
(2006), em análise do padrão de distribuição de glicogênio ao longo de
toda a musculatura de peixes teleósteos. Estas fibras, segundo os
autores referidos, são vermelhas e de contração lenta.
A positividade ao Sudan Black B, que identifica lipídeos, ocorreu
principalmente nas fibras posicionadas nas regiões dorsal e lateral. Da
mesma forma como ocorreu a reatividade ao PAS. Pode-se, portanto,
inferir que estas fibras são vermelhas e desempenham um trabalho lento,
de longa duração, com pouco gasto de energia adquirida através do
metabolismo oxidativo, que caracteristicamente estas fibras contêm (DAL
PAI
et al., 2000; SANTOS, 2007).
Observou-se que fibras musculares não reativas às SDH localizaram-se
principalmente nas regiões ventral ou hipaxial do guaru. Essa reação é
indicativa de células com citoplasma rico em enzimas mitocondriais,
sugerindo que as regiões não reativas são constituídas por fibras
musculares brancas (CHAUVIGNÉ
et al., 2005; SANTOS, 2007).
As fibras vermelhas dos guarus apresentaram maior reatividade ao SDH em
relação às fibras rosa e branca, que foram fracamente reativas. Esses
dados estão em consonância com os obtidos por THÉBAULT
et al.
(2005), que, em estudo histoquímico e enzimático da musculatura do
teleósteo Scyliorhinus canicula (Linnaeus, 1758), observaram que as
fibras vermelhas possuíam maior reatividade ao SDH em relação às fibras
rosa e branca, que foram fracamente coradas. Neste mesmo estudo,
constatou-se que a NADH possui reação compatível à obtida para SDH, o
que permite supor que em musculatura de peixes o emprego de uma das
duas metodologias é suficiente para se analisar as reações e a tipagem
das fibras musculares.
Nas análises ao M.E.T., foi possível perceber que são encontradas mais
fibras ricas em mitocôndrias na região dorsal da musculatura do que na
região ventral. De acordo com SANTOS (2007), a grande quantidade de
mitocôndrias dessas fibras se deve à alta capacidade aeróbia que as
fibras vermelhas possuem.
CONCLUSÃO
Diante do exposto, sugere-se que as distribuições de fibras musculares
do guaru podem ser usadas para detectar reações adversas a agentes
intervenientes indesejáveis na água, uma vez que estes poderiam
interferir na organização e disposição normais de proteínas, lipídeos e
polissacarídeos distribuídos nas fibras musculares estriadas
esqueléticas. O guaru seria um biomonitor, sendo que as alterações na
distribuição de fibras musculares poderiam indicar processos de
intoxicação do animal relacionados a alterações ambientais.
REFERÊNCIAS
ALEXANDER, R. M. Models and
the scaling of energy costs for locomotion. The Journal of Experimental
Biology, v. 208, n. 9, p. 1645-1652, 2004.
AL-YOUSUF, M. H.;
EL-SHAHAWI, M. S; AL-GHAIS, S. M. Trace metals in liver, skin and muscle of Lethrinus
lentjan fish species in relation to body length and sex. The Science of the Total Environment, v.
256, n. 2-3, p. 87-94. 2000.
AMARAL, D.; CHIARINI-GARCIA,
H.; VALE FILHO, V. R.; ALLE, W. R. Efeito dos fixadores formalina e Bouin na
preservação de biópsias do endométrio de égua após inclusão em resina plástica.
Arquivos Brasileiros de Medicina Veterinária e Zootecnia, v. 56, n. 1,
p. 7-12. 2004.
ARIAS, A. R. L.; BUSS, D. F.
B.; ALBURQUERQUE, C.; INÁCIO, A. F.; FREIRE, M. M.; EGLER, M.; MUGNAI, R.;
BAPTISTA, D. F. Use of bioindicators for assessing and monitoring pesticides
contamination in streams and rivers. Ciência & Saúde Coletiva, v.
12, n. 1, p. 61-72. 2007.
BARRAL,
J. M.; EPSTEIN, H. F. Protein machines and self assembly in muscle
organization. Bioessays, v. 21, n. 10, p. 813-823.
CEDIEL, R.A.; BLOB, R.W.;
SCHRANK, G.D.; PLOURDE, R.C.; SCHOENFUSS, H.L. Muscle fiber type distribution
in climbing Hawaiian gobioid fishes: ontogeny and correlations with locomotor
performance. Zoology, v. 111, n. 2, p. 114-122. 2008.
CHAUVIGNÉ, F.; RALLIERE, C.;
CAUTY, C.; RESCAN, P. Y. In situ hybridization of a large repertoire of
muscle-specific transcripts in fish larvae: the new superficial slow-twitch
fibres exhibit characteristics of fast-twitch differentiation. The Journal
of Experimental Biology v. 209, n. 2, p. 372-379, 2006.
DAL PAI, V.; DAL PAI-SILVA,
M.; CARVALHO, E. D.; FUJIHARA, C. Y.; GREGÓRIO, E. A.; CURI, P. R. Morphological,
Histochemical and Morphometric Study of the myotomal muscle tissue of the Pacu
(Piaractus mesopotamicus Holmberg 1887: Serrasalminae, Characidae,
Teleostei). Anatomia, Histologia, Embryologia, v. 29, n. 7, p.
283-289, 2000.
EGGINTON, S.; CORDINER, S.
Effect of fixation protocols on muscle preservation an in situ diffusion
distances. Journal of Fish Biology, v. 47, n. 1, p. 59-69, 1995.
HUXLEY, H. E.; HANSON, T.
Changes in the cross striations of muscle during contraction and stretch and
their structural interpretation. Nature, v. 173, n. 4412,
p. 973-976, 1954.
IHERING, R. V.
Cyprinodontiformes brasileiros (peixes “Guaru”), sistemática e informações
biológicas. Archives Institute of Biology, v. 4, p. 243-280, 1931.
KIESSLING, A.; RUOHONEN, K.;
BJØRNEVIK, B. Muscle fibre growth and quality in fish. Archives Tierzucht,
Dummerstorf, v. 49, p. 137-146, 2006.
KITAHARA, S. M.; OKADA, I.
A.; SAKUMA, A. M.; ZENEBON, O.; JESUS, R. S.; TENUTA-FILHO, A. Mercúrio total
em pescado de água-doce. Ciência e Tecnologia de Alimentos, v. 20, n.
2, p. 267-273, 2000.
MADEIRA, L. A.; SARTORI, J.
R.; SALDANHA, E. S. P. B.; PIZZOLANTE, C. C.; SILVA, M. D. P.; MENDES, A. A.;
TAKAHASHI, S. E.; SORTE, W. V. N. Morfologia das fibras musculares esqueléticas
de frangos de corte de diferentes linhagens criados em sistemas de confinamento
e semiconfinamento. Revista Brasileira de Zootecnia, v. 35, n. 6,
p. 2322-2332, 2006.
PLOETZ, D. M.; FITTS, B. E.;
RICE, T. M. Differential accumulation of heavy metals in muscle and liver of a
marine fish (King Mackerel, Scomberomorus cavalla Cuvier) from the
Northern Gulf of Mexico, USA. Bulletin of Environmental Contamination and
Toxicology, v. 78, n. 2, p. 134-137, 2007.
ROSEN, M. W.; CORNFORD N. E.
Fluid friction of fish slimes. Nature, v. 234, p. 49-51, 1971
SABÓIA-MORAIS, S. M. T.;
HERNANDEZ-BLAZQUEZ, F. J; MOTA, D. L.; BITTENCOURT, A. M. Mucous cell types in
the branchial epithelium of the euryhaline fish Poecilia vivipara. Journal
of Fish Biology, v. 49, n. 3, p. 545-548, 1996.
SALES, R. O.; SALES, A. M.
Estudo da composição química e rendimento de dez espécies de pescado de água
doce de interesse comercial nos açudes do nordeste brasileiro. Ciências
Agronômicas, v. 1-2, n. 21, p. 27-30, 1990.
SANTOS,
V. B. Aspectos morfológicos da musculatura lateral dos peixes. Boletim do
Instituto de Pesca, v. 33, n. 1, p. 127-135, 2007.
SARTORI, J. R.; GONZALES,
E.; DAL PAI, V.; OLIVEIRA, H. N.; MACARI, M. Efeito da temperatura ambiente e
da restrição alimentar sobre o desempenho e a composição de fibras musculares
esqueléticas de frango de corte. Revista Brasileira de Zootecnia, v. 30,
n. 6, p. 1779-1790, 2001.
SEIXAS, T. G. M.; MOREIRA,
I. M.; KEHRIG, H. A. M.; MALM, O. Distribuição de selênio em organismos
marinhos da Baía de Guanabara/ RJ. Química Nova, v. 30, n. 3, p.
554-559, 2007.
SELLANES, A. G.; MARSICO, E.
T.; SANTOS, N. N.; CLEMENTE, S. C. S.; OLIVEIRA, G. A.; MONTEIRO, A. B. S.
Mercúrio em peixes marinhos. Acta Scientiae, v. 30, n. 2, p. 107-112,
2002.
TAKAHASHI, T.; HISH, A.;
ERBE, E.; WILLIAMS, R. J. Mechanism of cryoprotection by extracellular
polymeric solutes. Biophysical Journal, v. 54, n. 3, p. 509-518.
THÉBAULT,
M. T.; IZEM, L; LEROY, J. P; GOBIN, E; CHARRIER, G; RAFFIN, J. P. AMP-deaminase
in elasmobranch fish: a comparative histochemical and enzymatic study. Comparative
Biochemistry and Physiology Part B, v. 141, n. 4, p. 472-479. 2005.
WINTERBOTTOM, R. A
descriptive synonymy of the striated muscles of the. Teleostei. Proceeding
of the Academy of Natural Sciences of Philadelphia, v. 125, n. 12, p.
225-317, 1974.
Protocolado
em: 20 ago. 2009. Aceito em: 5 ago.
2010.