DOI:
10.1590/1809-6891v20e-51615
MEDICINA VETERINÁRIA
IMPACTO DE AGENTES BACTERIANOS DO COMPLEXO DE DOENÇAS
RESPIRATÓRIAS DE SUÍNOS (CDRS) NOS ÍNDICES ZOOTÉCNICOS E NO PESO AO ABATE
EM SUÍNOS EM FASE DE TERMINAÇÃO
IMPACT OF BACTERIALÇ AGENTS FROM THE PORCINE RESPIRATORY DISEASE
COMPLEX (PRDC) ON PRODUCTIVE INDEXES AND SLAUGTHER WEIGTH PIGS
Talita Brombilla1 ORCID http://orcid.org/0000-0001-6659-7338
Renato Akio Ogata1 ORCID http://orcid.org/0000-0003-1394-0555
Alessandra Figueiredo de Castro Nassar1 ORCID http://orcid.org/0000-0002-9176-0974
Maristela Vasconcellos Cardoso1 ORCID http://orcid.org/0000-0002-9147-170X
Vera Letticie de Azevedo Ruiz2 ORCID http://orcid.org/0000-0002-6983-8923
Claudia Del Fava1* ORCID http://orcid.org/0000-0003-2967-0203
1Instituto Biológico de São Paulo, São Paulo, SP,
Brasil.
2Faculdade de Zootecnia e Engenharia de Alimentos – USP,
Pirassununga, SP, Brasil.
*Autora para correspondência - delfava@biologico.sp.gov.br
Resumo
O
Complexo de Doenças Respiratórias em suínos (CDRS) compreende a
interação de dois ou mais agentes infecciosos, manejo e ambiente. Os
principais agentes bacterianos causadores de CDRS foram investigados em
115 suínos em fase de terminação em uma granja no Estado de São Paulo,
Brasil: Actinobacillus
pleuropneumoniae (sorologia por ELISA, cultivo bacteriano e PCR
multiplex), Mycoplasma
hyopneumoniae (Mhyo) (nested PCR),
Pasteurella multocida (PCR multiplex),
Haemophilus parasuis (PCR multiplex), e Streptococcus
sp (cultivo bacteriano). Foram avaliadas lesões pulmonares
macroscópicas e microscópicas, e impacto nos índices zootécnicos e no
aproveitamento de carcaça. Houve positividade ao Mhyo em 113 animais
(98,26%), destes houve infecção associada ao Streptococcus
sp ao Mhyo em 14,78% (17) animais. O pulmão enfisematoso
diminuiu significativamente o peso no final da terminação e o
peso da carcaça. Apesar de vacinados com imunógeno inativado contra
Mhyo, quase 100% dos animais estavam infectados e as lesões mais
observadas foram broncopneumonia purulenta e pleurite. A infecção de
Mhyo
associado ou não ao Streptococcus
sp causou lesões pulmonares em diferentes graus, menor peso ao abate e
da carcaça.
Palavras-chave:
suínos,
pleuropneumonia, diagnóstico diferencial, Streptococcus
sp, Mycoplasma hyopneumoniae.
Abstract
Porcine respiratory disease complex comprises the
interaction of two or more infectious agents. The major bacterial agents
involved were investigated in 115 finishing pigs at a farm in São Paulo
State, Brazil: Actinobacillus
pleuropneumoniae (serology, bacterial culture, and multiplex PCR),
Mycoplasma hyopneumoniae
(Mhyo) (nested PCR), Pasteurella
multocida (multiplex PCR), Haemophilus
parasuis (PCR multiplex), and Streptococcus
sp. (bacterial culture). Macroscopic and microscopic lung lesions
were evaluated, and zootechnical indices were recorded. Mhyo occurred in
113 animals (98.3%), seventeen of which were co-infected with Streptococcus
sp. The finding of emphysematous lung was associated with significantly
lower final and carcass weight at slaughter. Although vaccinated against
Mhyo with an inactivated immunogen, almost 100% of the animals were
infected. Mhyo infection with and without Streptococcus
sp. co-infection was related to lung lesions of varying degrees and
lower slaughter and carcass weight.
Keywords: differential diagnosis,
Mycoplasma hyopneumoniae,
pleuropneumonia, Streptococcus
sp., swine.
Recebido em: 21 de fevereiro de 2018
Aceito em 07 de maio de 2019.
Introdução
As doenças respiratórias constituem um dos problemas mais importantes na suinocultura tecnificada(1). As pneumonias causam baixos índices zootécnicos, gastos com medicamentos e condenações de carcaças no abatedouro, onde aproximadamente 50% dos animais apresentam algum tipo de lesão pulmonar, sendo que estas lesões respondem por 50% de todas as condenações de carcaças(2). Quanto mais intensiva a criação, maiores os custos de produção(3) e as populações confinadas são submetidas a manejo e ambiente que podem causar estresse e redução da imunidade, contribuindo para o aparecimento de enfermidades respiratórias(4).
A etiologia dos problemas respiratórios em suínos é complexa, normalmente ocorrendo interação de dois ou mais agentes infecciosos(5), podendo ser agentes bacterianos e ou virais, além de englobar outras condições, como de manejo e ambiente, acometendo principalmente suínos nas fases de crescimento e terminação(6, 7).
O termo Complexo de Doenças Respiratórias dos Suínos (CDRS) descreve uma síndrome que engloba vários agentes bacterianos, dentre os quais Mycoplasma hyopneumoniae (Mhyo), agente da Pneumonia Enzoótica dos Suínos; Pasteurella multocida responsável por pleurites e que, juntamente com Bordetella bronchiseptica, causam a Rinite Atrófica; Actinobacillus pleuropneumoniae, agente causador da Pleuropneumonia Suína, Haemophilus parasuis, agente da Doença de Glasser e Streptococcus suis, responsável por causar pneumonia e pleurite(7).
O CDRS é conhecido mundialmente pela importância que representa para a suinocultura devido às grandes perdas econômicas decorrentes de mortalidade, de animais que se tornam refugos e da condenação de carcaças(1). Pelo fato do impacto das condenações de carcaças ser significativo nos custos de produção, cada vez mais os sanitaristas têm aplicado os conhecimentos gerados por pesquisas para realizar o diagnóstico diferencial das lesões pulmonares, procurando correlacionar as lesões com o agente causal e buscar prevenção e cura para as enfermidades diagnosticadas(1, 8).
Tendo em vista as perdas econômicas que as doenças respiratórias representam para a suinocultura nacional, é fundamental conhecer os agentes bacterianos que desencadeiam esse processo. O objetivo do trabalho foi verificar se agentes bacterianos do CDRS causam perdas nos índices zootécnicos em suínos de terminação e de suínos ao abate.
Material e métodos
Este trabalho foi aprovado pelo Comitê de Ética em Experimentação Animal do Instituto Biológico (CETEA-IB) e registrado sob o protocolo n.130/13, atendendo aos princípios éticos na Experimentação Animal, adotados pela Sociedade Brasileira de Ciência em Animais de Laboratório/Colégio Brasileiro de Experimentação Animal (SBCAL/COBEA).
Foi selecionada uma granja de suínos do Estado de São Paulo com sistema de criação de ciclo completo. A criação foi realizada de forma extensiva na fase de gestação, semi-intensiva na fase de maternidade e intensiva nas demais fases. Os animais eram de linhagens híbridas de Landrace e Large White, foram identificados por marcação australiana e pesados em duas fases de vida (nascimento e final da terminação). Houve fornecimento de ração balanceada com núcleo e premix, formulados por empresa de nutrição animal (Agroquímica). A limpeza e desinfecção das instalações foram realizadas diariamente. Os leitões foram vacinados com Respisure® One (bacterina de Mycoplasma hyopneumoniae inativado quimicamente) e/ou Circumvent® PCV M (Mycoplasma hyopneumoniae inativado + ORF2 de Circovirus suíno 2) e com vacina Suivem® (controle de pasteurelose, paratifo, erisipela, rinite atrófica, leptospirose e colibacilose). Os dados de peso ao nascimento e terminação foram tomados na própria granja, enquanto que as carcaças quentes e limpas foram pesadas no abatedouro.
No abate foram colhidas 115 amostras de sangue total, fragmentos de pulmão e linfonodos mediastínicos.
Para a investigação soroepidemiológica de A. pleuropneumoniae, utilizou-se o teste de ELISA para detecção de anticorpos (IDEXX APP-ApxIV Ab Teste, IDEXX Laboratories Inc, EUA).
No momento do abate, foram colhidos fragmentos dos pulmões e linfonodos mediastínicos com lesões macroscópicas, uma parte mantida sob refrigeração para o isolamento bacteriano e outra fixada em formol 10% tamponado para o histopatológico.
O procedimento histotécnico consistiu em desidratação, diafanização, emblocagem em parafina, microtomia e coloração por hematoxilina/eosina (HE)(9). As lâminas foram visualizadas em microscópio óptico comum para diagnóstico histopatológico.
O isolamento bacteriano foi feito a partir de amostras de pulmão e linfonodos, os quais foram suspensos em solução salina 0,85% estéril e 1 mL desse conteúdo foi adicionado em caldo BHI (Brain Heart Infusion) para enriquecimento da amostra. Após enriquecimento, 10µL da suspensão foram semeados em ágar sangue de carneiro 5% e incubados por 48 horas a 37ºC. Nas amostras em que houve crescimento bacteriano neste meio, foram observadas características morfológicas das colônias como tamanho, forma, coloração, presença e tipo de hemólise. A seguir, realizou-se a bacterioscopia, corando-se pelo método de Gram esfregaços das diferentes colônias, observando ao microscópio óptico comum a morfologia, a disposição das células e as características tintoriais ao Gram(10). As espécies bacterianas foram identificadas através de provas bioquímicas específicas para cada agente(10, 11). O isolamento de Streptococcus sp foi realizado somente a nível de gênero.
A biologia molecular utilizou a PCR multiplex para detecção de A. pleuropneumoniae, P. multocida e H. parasuis, e nested PCR para detecção de Mhyo. A extração de DNA foi realizada a partir de amostras de pulmão e linfonodos utilizando kit comercial (Quick-gDNA™ MiniPrep, Uncapped Columns, Zymo Research, EUA).
Para a confiabilidade das análises de biologia molecular, confirmou-se a extração de DNA por meio da PCR para o gene da β actina(12). Este protocolo utiliza primers específicos para a espécie suína (Actin F-TGAGACCTTCAACACGCC/Actin R-ATCTGCTGGAAGGTGGAC), com tamanho de 745 pares de base (pb). Para a reação da PCR, 2,5 μL de amostra de DNA extraído foram adicionados em 22,5μL de Mix da PCR, contendo 1,25 U Taq DNA polimerase, 200 μM de cada desoxinucleotídeo, 1X PCR Buffer (20 mM Tris-HCl, pH 8,4; 50 mM KCl), 0,75mM de MgCl2; 10 pmol de cada primer. O processo de amplificação foi realizado em termociclador, com as seguintes condições: 95 °C por 5 minutos; 39 ciclos de 95 ºC por 30 segundos, 56 ºC durante 45 segundos e 72 °C por 45 segundos; para a extensão final foram 72 ºC por 5 minutos.
Na PCR multiplex foram empregados primers específicos para cada agente: A. pleuropneumoniae (AP-IVF: ATA CGG TTA ATG GCG GTA ATG G/AP-IVR: ACC TGA GTG CTC ACC AAC G)(13), P. multocida (KMT1 T7: ATC CGC TAT TTA CCC AGT GG/KMT1 SP6: GCT GTA AAC GAA CTC GCC AC)(14), H. parasuis (HPS-F: GTG ATG AGG AAG GGT GGT GT/HPS-R: GGC TTC GTC ACC CTC TGT)(15), os quais amplificam um segmento de 346, 460 e 821 pb, respectivamente. Estes primers foram utilizados na PCR multiplex por Hričínová et al.(16). Como controle positivo de A. pleuropneumoniae, foram utilizadas amostras padrão dos sorotipos I, III e Va liofilizada, fornecida pela Empresa Irfa Química e Biotecnologia Industrial Ltda(17); para H. parasuis, foi utilizada amostra cedida pela profa. Dra. Andrea Mike Moreno, do Departamento de Medicina Veterinária Preventiva e Saúde Animal da FMVZ USP, São Paulo, SP, Brasil e cepa de P. multocida INCQS 00096 (ATCC 6530) da Coleção de Microrganismos de Referência em Vigilância Sanitária – CRMVS, FIOCRUZ-INCQS, Rio de Janeiro, RJ. A amostra negativa foi água ultra-pura. A amplificação das amostras foi realizada com a utilização de 10 μL do DNA extraído, acrescido de 40 μL da mistura dos reagentes contendo 1,25 U Taq DNA polimerase, 1X PCR Buffer (10 mM Tris-HCl, pH 8,0; 50 mM KCl), 200 μM de cada desoxinucleotídeo, 2 mM MgCl2 e 30 pmol de cada primer. O processo de amplificação foi realizado em termociclador, de acordo com as seguintes condições de temperatura e tempo: o DNA foi desnaturado com um ciclo a 95 °C por 5 minutos, seguido de 29 ciclos de: 94 ºC por 30 segundos, hibridização dos primers com a temperatura de 58 ºC durante 30 segundos e extensão a 72 °C por 45 segundos. Depois de completados os 29 ciclos, uma etapa final consistia do aquecimento de 72 ºC por 7 minutos para a extensão final.
A nested PCR para Mhyo utilizou primers externos (A-F: GAGCCTTCAAGCTTCACCAAGA / B-R: GTGTTAGTGACTTTTGCCACC)(18) e internos (C-F: ACTAGATAGGAAATGCTCTAGT / D-R: GTGGACTACCAGGGTATCT)(19), tendo como tamanho dos fragmentos 649 pb e 352 pb, respectivamente. Para a realização da PCR, a solução de reagentes do mix consistiu de 1,0 U Taq DNA polimerase; 10 pmol de cada primer (Mhyo A-F e Mhyo B-R); 200 μM de cada dNTP; 0,75 mM de MgCl2; 1X PCR Buffer (20 mM de Tris-HCl pH 8,4; 50 mM de KCl) e 5 μL de DNA extraído. Como controle positivo foi utilizado DNA de Mhyo, cedido pela Profa. Dra. Andrea Mike Moreno, do Departamento de Medicina Veterinária Preventiva e Saúde Animal da FMVZ USP, São Paulo, SP, Brasil; o controle negativo foi água ultra-pura. Os ciclos de temperatura foram de 95ºC por 3 minutos, seguido de 35 ciclos de 95 ºC por 1 minuto, 64 ºC por 1 minuto, 72 ºC por 1 minuto e meio, encerrando com aquecimento de 72 ºC por 5 minutos para a extensão final. Na nested PCR, a solução de reagentes foi idêntica à PCR, substituindo-se apenas o par de primers (Mhyo C-F e Mhyo D-R) e tendo alteração da temperatura de hibridização, passando de 64 ºC para 60ºC.
Para todas as reações biomoleculares, os produtos amplificados foram visualizados por transiluminação com luz ultravioleta (UV) após eletroforese em gel de agarose a 1% corado com GelRed™. Os fragmentos amplificados foram comparados com o padrão de tamanho molecular (100bp DNA Ladder Invitrogen®) disposto no gel juntamente com as amostras analisadas. A imagem do gel sob luz UV foi registrada em fotodocumentador acoplado a um computador.
A análise de variância considerou a infecção conjunta de Streptococcus sp e Mhyo, ou somente Mhyo. Foram avaliadas as variáveis zootécnicas: peso no nascimento (PN), ganho de peso do nascimento ao abate (GMD), peso do suíno final de terminação (PF), e peso da carcaça após abate (PCAR), associada às fontes de variação: sexo (macho e fêmea), doença (positivo ou negativo), idade (em dias) e lesões macro e microscópicas. Os dados foram analisados em um delineamento inteiramente casualisado. Utilizou-se o modelo misto e, para os efeitos aleatórios de lote e resíduo, foi utilizado o procedimento MIXED do SAS (versão 9.3)(20). Quando significativa, as médias entre tratamentos foram comparadas usando a diferença mínima significativa de Fisher (i.e., a opção DIFF do comando LSMEANS). Em todas as análises a significância foi declarada à P ≤ 0,05.
Resultados e discussão
O
diagnóstico de A.
pleuropneumoniae
foi realizado por diferentes técnicas: a sorologia por ELISA, por apresentar
facilidade na execução e boa sensibilidade(21), porém, nenhum
animal apresentou anticorpos. Alguns
animais
podem apresentar sorologia negativa e carrearem A.
pleuropneumoniae
nas cavidades nasais e tonsilas sem apresentarem sinais clínicos,
mostrando que o agente pode colonizar o trato respiratório superior
sem indução da soroconversão(22, 23). Por este motivo foram
realizadas análises bacteriológicas, e não houve isolamento e nem
detecção pela PCR desta bactéria.
A PCR multiplex foi negativa para A. pleuropneumoniae, P. multocida e H. parasuis(15). Provavelmente esse resultado foi encontrado devido ao status sanitário da granja ser bem controlado e os animais não apresentaram lesões pulmonares macroscópicas características destas doenças.
Diferentes gêneros bacterianos foram isolados a partir das amostras de pulmão e linfonodos (Tabela 1), porém o único gênero que apresenta significado importante para doenças respiratórias em suíno é o Streptococcus sp, com 14,78% (17/115) animais positivos. No exame de cultivo bacteriológico, existe uma dificuldade básica no diagnóstico pelo uso intensivo de antibióticos para controlar diferentes enfermidades em suínos, podendo ser considerado um dos principais motivos pelo qual não foi possível o isolamento de variedades importantes de bactérias para a ocorrência de problemas respiratórios. Além disso, esse fato pode aumentar a chance da ocorrência de problemas de resistência bacteriana a antimicrobianos.
Nos 14,78% (17/115) suínos positivos a ambos patógenos Streptococcus sp e Mhyo, as lesões macroscópicas foram marmoreio (58,82%), edema (11,76%), hemorragia (11,76%), pulmão friável (23,53%), pálido (23,53%) e petéquias (5,88%). Nestes animais não foi observado enfisema, atrofia, pálido, aderência de pleura e pericardite (Tabela 2).
Nos animais positivos ao Mhyo – 98,26% (113/115) (Tabela 2), as lesões macroscópicas foram marmoreio (63,72%), edema (29,20%), hemorragia (12,39%), friável (11,50%), pálido (10,62%), enfisematoso (6,19%), atrofia (3,54%), petéquias (2,65%), aderência de pleura (0,88%) e pericardite (0,88%), sendo que estas lesões são compatíveis com Mhyo, conforme descrito por outros autores(2, 8, 24).
Com relação à análise de variância das lesões macroscópicas e características de desempenho, o pulmão enfisematoso afetou significativamente o PF (p=0,0041) e o PCAR (p=0,0012) (Tabela 3). As demais lesões macroscópicas não afetaram nenhuma outra característica de desempenho. Observa-se uma média de peso menor nos animais que apresentaram enfisema pulmonar, tanto no PF (65,84 kg) como no PCAR (49,46 kg), comparado aos animais sem lesão macroscópica, que apresentaram maior PF (80,70 kg) e PCAR (64,65 kg).
As CDRS são doenças obstrutivas e estão associadas a enfisema, e esta condição alterou significativamente o PF e PCAR dos animais. É importante salientar que a capacidade respiratória adequada é fundamental para o crescimento e engorda dos suínos(25), sendo que as desordens respiratórias constituem um dos problemas mais importantes na suinocultura moderna, pelas perdas econômicas ocasionadas pela mortalidade, animais que se tornam refugos e condenação de carcaças(1).
Nos 14,78% (17/115) suínos com infecção mista Streptococcus sp x Mhyo (Tabela 4), as lesões microscópicas foram: espessamento da pleura interlobular (100,0%) e visceral (70,59%), fibrina intersticial (100,0%), espessamento dos septos alveolares (100,0%), infiltrado inflamatório mononuclear intersticial (88,24%) ou peribronquiolar (82,35%), enfisema (76,47%), debris celulares no lúmen dos bronquíolos (41,18%), edema (70,59%), macicez pulmonar (35,29%), macrófagos espumosos (35,29%), neutrófilos no parênquima e lúmen dos bronquíolos (33,29%) e hemorragia intersticial (23,53%).
Nos animais positivos ao Mhyo (Tabela 4), as lesões microscópicas foram: espessamento da pleura interlobular (95,57%) e visceral (69,91%); fibrina intersticial (94,69%); espessamento dos septos alveolares (93,81%); infiltrado inflamatório mononuclear intersticial (93,81%) ou peribronquiolar (92,04%); enfisema (83,19%); debris celulares no lúmen dos bronquíolos (66,37%); edema (61,06%); macicez pulmonar (51,33%); macrófagos espumosos (42,48%); neutrófilos no parênquima e lúmen dos bronquíolos (40,71%) e hemorragia intersticial (31,86%), sendo que estas lesões são compatíveis com Mhyo, conforme descrito por outros autores(8, 24).
O Mhyo foi diagnosticado por nested PCR em 98,26% (113/115) dos animais, tanto nos com discretas lesões pulmonares como naqueles com grau de severidade moderada a elevada e pericardite. Tendo em vista que os suínos foram vacinados com o patógeno inativado ainda na fase de leitão, a presença do DNA de Mhyo pode indicar infecção assintomática (colonização), no caso em que as lesões pulmonares foram mínimas, quando o agente se manteve, mas não em suficiente quantia para causar doença(26). Este resultado também demonstrou a presença de infecção ativa na granja, pois mesmo vacinados para Mhyo, muitos suínos apresentaram lesões compatíveis, inclusive um animal apresentou aderência de pleura e pericárdio no gradil costal, lesões crônicas de extrema gravidade.
As vacinas comerciais existentes no mercado nacional contra o Mhyo não utilizam as cepas isoladas no Brasil. Estas vacinas demonstraram ser efetivas na redução dos sinais clínicos, mas somente uma proteção parcial contra o desenvolvimento de lesões e na transmissão do agente tem sido obtida. Elas não previnem a colonização do Mhyo no trato respiratório dos suínos e não reduzem a transmissão do patógeno, sendo que há estudos que questionam sua eficácia(27), o que também foi constatado no presente estudo. Ainda, a pressão de infecção pode ser muito alta, a ponto da vacina não gerar imunidade suficiente para neutralizar a infecção.
Os achados macroscópicos e microscópicos evidenciaram que a presença de Mhyo em associação ou não com Streptococcus sp causa sérias lesões pulmonares.
O controle do Mhyo consiste na adoção de medidas de biosseguridade e vacinação, porém há falhas na imunização devido à diferença entre a cepa vacinal e a de campo. Um estudo realizado no Estado de Minas Gerais, Brasil, demonstrou a diversidade genética de amostras de campo de Mhyo oriundas de pulmões de suínos(28). Essas amostras foram caracterizadas em 30 grupos genéticos, com ampla distribuição nas regiões estudas. Além da PCR, a histopatologia foi realizada e todas as amostras analisadas tiveram lesões sugestivas de Pneumonia Enzoótica dos Suínos. Os resultados indicaram que diversas variantes de Mhyo estão circulando em rebanhos suínos, sugerindo ampla diversidade genética dessa bactéria, até mesmo dentro de uma mesma região no Estado de Minas Gerais. Os autores concluem ser necessária a investigação sobre antígenos protetores e estratégias na elaboração de protótipos vacinais contra a infecção por Mhyo.
O Mhyo causa a Pneumonia Enzoótica dos Suínos, broncopneumonia catarral, considerada uma das principais doenças infecto-contagiosas em suínos no mundo e causadora de perdas econômicas significativas(29). Dentre as principais medidas de controle recomendadas para a Pneumonia Enzoótica dos Suínos, a vacinação é fator fundamental. Entretanto, as vacinas comerciais disponíveis no Brasil são constituídas de células inteiras inativadas de Mhyo, e é questionado se essa cepa vacinal possui características semelhantes com as cepas circulantes nos rebanhos suínos em outras partes do mundo(30, 31).
Técnicas moleculares têm demonstrado a grande diversidade genética de Mhyo(30-36), variedades proteômicas(37) e diferenças na virulência(38). As vacinas comerciais existentes no mercado são constituídas de células inteiras inativadas de Mhyo e são utilizadas no mundo todo. Essas vacinas demonstraram ser efetivas na redução dos sinais clínicos, mas apresentam somente uma proteção parcial contra o desenvolvimento de lesões e na transmissão do agente, pois não previnem a colonização do Mhyo no trato respiratório dos suínos e não reduzem a transmissão do patógeno, sendo que há estudos que questionam sua eficácia(27), o que também foi constatado no presente estudo. Ainda, a pressão de infecção pode ser muito alta, a ponto da vacina não gerar imunidade suficiente para neutralizar a infecção. É preciso considerar que as vacinas comerciais disponíveis no Brasil são bacterinas que utilizam uma cepa isolada na Inglaterra e, portanto, é questionável se essa cepa tem características semelhantes com as cepas de Mhyo circulantes nos rebanhos suínos em outras partes do mundo(30, 31).
A análise de variância demonstrou diferenças estatisticamente significativas (erro alfa 0,05) para as fontes de variação: ganho de peso do nascimento ao abate (GMD); peso do suíno no final da terminação (PF) e peso da carcaça após abate (PCAR), sendo maiores nos suínos em que se observou infecção mista por Streptococcus sp e Mhyo (PCAR), porém não houve interferência no peso no nascimento (PN) (Tabela 5), independentemente do sexo (macho e fêmea) e da idade (em dias). A média do PN dos animais com infecção mista Streptococcus sp e Mhyo foi 1,91 kg, enquanto que dos animais positivos, somente para Mhyo foi 1,75 kg, não havendo interferência da doença no peso ao nascimento já que esta enfermidade apresenta período de incubação longo, iniciando a manifestação clínica a partir da fase de creche. O número extremamente baixo de suínos sem a infecção por Mhyo na granja estudada não permitiu que a análise de variância comparasse os índices produtivos de um grupo de controle negativo com os animais infectados por um ou ambos agentes, e por esse motivo não se pode depreender se houve interferência dos patógenos nestes índices zootécnicos e quantificar esta interferência.
A publicação Boas práticas de produção de suínos, da Embrapa(39), estabelece os índices zootécnicos: limite de peso médio dos leitões ao nascimento de 1,4 kg, sendo ideal acima de 1,5 kg; peso médio dos suínos na saída da terminação para o abate, aos 133 dias de idade, de 78 kg, sendo ideal acima dos 83 kg; aos 140 dias, acima de 85 kg, sendo ideal acima de 90 kg; aos 147 dias, de 92 kg, sendo ideal acima dos 97 kg; aos 154 dias, de 98 kg, sendo ideal peso superior a 103 kg. Segundo a Tabela 5, tanto os animais positivos apenas ao Mhyo quanto a Mhyo e Streptococcus sp apresentaram PF (período médio de 137 dias) semelhante aos valores da Embrapa(39). Devemos ressaltar que a granja não era tecnificada e não possuía como objetivo a produção comercial de um sistema intensivo (suinocultura industrial) em larga escala. Apesar do estudo da Embrapa(39) não ter considerado a infecção de patógenos causadores de CDRS nas granjas avaliadas, para se avaliar a interferência da Pneumonia Enzoótica dos Suínos nos índices zootécnicos é necessário ter grupo de animais sem Mhyo, o que não foi possível obter na presente pesquisa porque quase 100% dos suínos estavam infectados pelo Mhyo.
Foi possível constatar por este estudo que a vacina contra micoplasmose suína não foi eficaz na prevenção da infecção do Mhyo e tampouco na prevenção de lesões crônicas, sendo necessário o desenvolvimento de imunógenos eficazes e testes com cepas circulantes no Brasil, a fim de combater a Pneumonia Enzoótica dos Suínos.
Foi avaliada a prevalência e impacto econômico das doenças respiratórias dos suínos em 62 granjas nos Estados do Rio Grande do Sul, Santa Catarina e Paraná(25). Também no presente trabalho, foram acompanhados lotes de suínos de ambos os sexos, escolhidos ao acaso, desde início do alojamento até o abate. Os animais foram abatidos e avaliados 3.788 pulmões quanto a frequência e extensão do comprometimento com pneumonia, e 3.837 cabeças quanto a frequência e gravidade de destruição dos cornetos nasais. A pneumonia foi diagnosticada em 2079 (54,9%) animais, e a rinite atrófica em 1894 (49,4%), sendo grau leve de lesão em 42,6% dos casos de Pneumonia e 32,4% para Rinite Atrófica. Apesar da maioria dos animais não ter manifestado clínica evidente, houve redução no ganho de peso médio diário de 6% para a Rinite Atrófica e entre 3 a 8% para a Pneumonia, comprovando o impacto de doenças respiratórias sobre a produtividade dos animais.
Um outro estudo avaliou casos clínicos de doenças respiratórias em suínos de terminação(40). Animais com sinais clínicos respiratórios evidentes foram necropsiados para avaliação macroscópica e colheita de amostras para análise histopatológica e microbiológica. Foi realizado isolamento bacteriano para bactérias do sistema respiratório dos suínos, Mycoplasma hyorhinis, imuno-histoquímica para Influenza A, Circovirus suíno tipo 2 e Mycoplasma hyopneumoniae. Broncopneumonia supurativa e pleurite foram as principais lesões respiratórias encontradas, e o Mycoplasma hyopneumoniae e a Pasteurella multocida tipo A os patógenos mais prevalentes. A Pasteurella multocida tipo A, quando presente, aumentou a extensão das lesões pulmonares. Em 58% das amostras foi identificado mais de um agente infeccioso, e esse estudo também evidenciou importante associação de agentes nas doenças respiratórias de suínos em terminação.
A associação de patógenos torna mais difícil o controle destas infecções, sendo essencial diagnosticar os agentes e avaliar conjuntamente patologia, etiologia e quadro clínico em suínos na terminação no Brasil. A quantificação das perdas produtivas é necessária a fim de justificar o desenvolvimento de medidas profiláticas nas granjas(40, 41).
Conclusão
A presença de Mhyo associado ou não ao Streptococcus sp foi suficiente para causar lesões macroscópicas e microscópicas que levaram a perdas produtivas relacionadas ao peso ao abate e da carcaça.
Agradecimentos
À Capes pela bolsa de mestrado e à FAPESP (bolsa mestrado processo número: 2013/07964-5 e apoio financeiro). Ao Sr. Lindolfo Rocha, da empresa ABASE Comércio e Representações Ltda., Jaguariúna, SP, Brasil, pela doação do kit de ELISA App Iddexx. À Profa. Dra. Andrea Mike Moreno, do Departamento de Medicina Veterinária Preventiva e Saúde Animal da FMVZ USP, São Paulo, SP, Brasil, por ter cedido as cepas de referência de Haemophilus parasuis e Mycoplasma hyopneumoniae. À Empresa Irfa Química e Biotecnologia Industrial Ltda., por ter cedido as amostras padrão de A. pleuropneumoniae sorotipos I, III e Va.
Referências
1. Paladino ES,
Gabardo MP, Lunardi PN, Morés N, Guedes RMC. Anatomopathological pneumonic aspects associated with
highly pathogenic Pasteurella
multocida in finishing pigs. Pesquisa
Veterinária Brasileira. 2017;37(10):1091-1100.
2. Alberton GC, Mores MAZ. Interpretação de lesões no abate como
ferramenta de diagnóstico das doenças respiratórias dos suínos. Acta
Scientiae Veterinariae. 2008;36(1):95-99.
3. Krabbe EL, Santos Filho JI, Miele M, Martins FM. Embrapa Suínos e
Aves. Tópicos atuais na produção de suínos e aves: Cadeias produtivas de
suínos e aves. Pelotas: Instituto Federal Sul-rio-grandense; 2013. p. 9.
Portughese.
4. Christensen G, Sorensen V, Mousing J. Diseases of the respiratory
system. In: Straw BE, D’Allaire S, Mengeling WI et al., ed. Diseases of
swine. 8th ed. Ames: Iowa State University Press; 1999. p.
913-940.
5. Sorensen V, Jorsal SE, Mousing J. Diseases of the respiratory system.
In: Zimmerman JJ, D'Allaire S, Taylor DJ. (ed). Diseases of swine. 9th. ed. Oxford: Blackwell
Publishing, 2006. p.149-177.
6. Thacker EL. Immunology of the porcine respiratory disease complex.
Veterinary Clinics of North America-Food Animal Practice.
2001;17(5):551-565.
7. Hansen MS, Pors SE, Jensen HE, Bille-Hansen V, Bisgaard M, Flachs EM,
Nielsen OL. An investigation of the Pathology and Pathogens Associated
with Porcine Respiratory Disease Complex in Denmark. Journal of Clinical
Pathology. 2010;143(2-3):120-131.
8. Mores MAZ, Donin DG, Cestari FK, Alberton GC. Achados
patológicos e bacteriológicos em lesões pulmonares responsáveis por
condenações de carcaças de suínos. Archives of Veterinary Science. 2016;21(4):92-100.
Portughese.
9. Prophet EB, Mills B, Arrington J B, Sobin LH (Orgs.) Métodos Histotécnicos. Washington: Registro de Patologia de
los Estados Unidos de América y Instituto de Patología de las Fuerzas
Armadas de los Estados Unidos de América, 1995. 280p. Spanish.
10. Quinn PJ, Markey BK, Carter ME, Donnelly WJ, Leonard FC. Microbiologia
Veterinária e Doenças Infecciosas. 1.ed. Porto Alegre: Artemed Editora
SA, 2005. Portughese.
11. Koneman EW, William MJ, Schreckenberger PC, Winn WC, Allen SD, Woods
GL Diagnóstico Microbiológico: texto e atlas colorido. 6. ed. Rio de
Janeiro: Guanabara Koogan, 2008.1565p. Portughese.
12. Hui RKH, Zeng F, Chan CMN, Yuen KY, Peiris JSM, Leung FCC. Reverse Transcriptase PCR Diagnostic Assay for the
Coronavirus Associated with Severe Acute Respiratory Syndrome. Journal of Clinical Microbiology. 2004;42(5):p.1994-1999.
13. Xiao GS, Cao SJ, Duan LL, Wen XT, Ma XP, Chen HM. Identification and
detection of Actinobacillus
pleuropneumoniae in infected and subclinically infected pigs by
multiplex PCR based on the genes ApxIVA and OmIA.
Agricultural Sciences in China. 2006;5(2):146-154.
14. Townsend KM, Frost AJ, Lee CHW, Papadimitriou JM,
Dawkins HJ. Development of PCR assays for species- and type- specific
identification of Pasteurella
multocida isolates. Journal of Clinical Microbiology.
1998;36(4):1096-1100.
15. Oliveira S, Galina L, Pijoan C. Development of a PCR test to
diagnose Haemophilus parasuis
infections. Journal of Veterinary Diagnostic Investigation. 2001;13(6):495-501.
16. Hričínová M, Holoda E, Mudroňová D, Ondrašovičová S. Multiplex PCR
Assay for Detection of Actinobacillus
pleuropneumoniae, Pasteurella
multocida
and Haemophilus parasuis
in lungs of pigs from a slaughterhouse. Folia
Microbiologica.
2010;55(6):635-640.
17. Ferraz MICP, Ferreira DR, Goes AC, Gregori F, Miyashiro S, Ruiz VLA. Detecção direta de Actinobacillus
pleuropneumoniae em órgãos de
suídeos do Estado de São Paulo pela técnica de reação em cadeia pela
polimerase (Nested-PCR). Arquivos do Instituto Biológico. 2010; 77(1):143-148.
Portughese.
18. Mattsson JG, Bergstrom K, Wallgreen P, Johansson KE. Detection of Mycoplasma hyopneumoniae in
nose swabs from pigs by in vitro amplification of the 16S rRNA gene.
Journal of Clinical Microbiology. 1995;33(4):893-897.
19. Casalmiglia M, Pijoan C, Bosch GJ. Profiling Mycoplasma
hyopneumoniae in farms
using serology and a nested PCR technique. Swine Health and Production.
1999;7(6):263-268.
20. SAS Institute Inc. SAS® 9.3 Statements:
Reference. Cary, NC: SAS Institute Inc., 2011.
21. Gottschalk M, De Lasalle F, Radacovici S, Dubreuil JD. Evaluation of
long-chain lipopolysaccharides (LPS-CL) of Actinobacillus
pleuropneumoniae serotype 5 for the serodiagnosis of swine
pleuropneumonia. Veterinary Microbiology. 1994;38:315-327.
22. Sidibé M, Messier S, Lariviere S, Gottschalk M, Mittal KR.
Detection of Actinobacillus
pleuropneumoniae in the upper respiratory tract as a complement to
serological tests. Canadian Journal
of Veterinary Research. 1993;57(3):204-208.
23. Chiers K, Donné E, Van Overbeke I, Ducatelle R, Haesebrouck F. Actinobacillus
pleuropneumoniae infections in closed swine herds: infection
patterns and serological profiles. Veterinary
Microbiology.
2002;85(4):343-352.
24. Sobestiansky J, Barcellos DESN, Mores N, Oliveira SJ, Carvalho LFOS,
Moreno AM, Roehe PM. Clínica e patologia suína. 2ed., Goiânia, 1999. 464
p. Portughese.
25. Sobestiansky J, Dalla Costa O, Mores N, Bariorini Junior W, Piffer
IA, Guzzo R. Estudos ecopatológicos das doenças respiratórias dos
suínos: prevalência e impacto econômico em sistemas de produção dos
estados de Santa Catarina, Rio Grande do Sul e Paraná. Comunicado
técnico: Embrapa, 2001. 6 p. [acesso 2014 Jan 12]. Disponível em: https://www.embrapa.br/busca-de-publicacoes/-/publicacao/439780/estudos-ecopatologicos-das-doencas-respiratorias-dos-suinos-prevalencia-e-impacto-economico-em-sistemas-de-producao-dos-estados-de-santa-catarina-rio-grande-do-sul-e-parana. Portughese.
26. Tamiozzo PJ, Pelliza BR, Carranza AI, Ambrogi A. Monitoramento
da
presença de Mycoplasma hyopneumoniae em granjas de suínos
durante a implementação de programas de erradicação Ciência Rural.
2011;41(4):699-705. Portughese.
27. Haesebrouck F, Pasmans F, Chiers K, Maes D, Ducatelle, R, Decostere
A. Efficacy of vaccines against bacterial diseases in swine: what can we
expect? Veterinary Microbiology. 2004;100(3-4):255-268.
28. Moreira TS, Marques HZ, Souza LFL, Araújo EM, Assao VS, Santos MR,
Moreira MAS, Silva Júnior A. Perfil Genético de Mycoplasma
hyopneumoniae no Estado de Minas Gerais, Brasil. In: Oliveira LG,
Oliveira MEF, Mechler ML (Ed.). Anais do II Simpósio Internacional de
Produção e Sanidade de Suínos. Jaboticabal: FCAV UNESP, 2017. p.172-175.
ISSN 978-85-7805-170-9. ePDF.
[acesso Out 2017]. Disponível em: https://www.simpork.com/trabalhos-cientificos. Portughese.
29. Thacker, E. L.; Minion, F. C. Mycoplasmosis. In: Zimmerman,
J.J; Karriker, L. A.; Ramirez, A. et al. (Eds.) Diseases of swine. 10th
ed. Ames: Iowa State University Press;2012. p.779-797.
30. Vranckx K, Maes D, Calus D, Villarreal I, Pasmans F,
Haesebrouck F. Multiple-locus variable-number tandem-repeat analysis is a
suitable tool for differentiation of Mycoplasma hyopneumoniae
strains without cultivation. Journal of Clinical Microbiology. 2011;49(5):2020-2023.
31. Stakenborg T, Vicca J, Maes D, Peeters J, De Kruif A,
Haesebrouck F, Butaye P. Comparison of molecular techniques for the typing of
Mycoplasma hyopneumoniae isolates.Journal of Microbiological
Methods.2006;66(2):263-275.
32. Dos Santos LF, Sreevatsan S,Torremorell M, Moreira MA, Sibila M,
Pieters M. Genotype
distribution of Mycoplasma hyopneumoniae in swine herds from
different geographical regions. Veterinary Microbiology.
2015;175(2-4):374-381.
33. Charlebois A, Marois-Créhan C, Hélie P, Gagnon CA, Gottschalk M,
Archambault M.Genetic
diversity of Mycoplasma hyopneumoniae isolates of abattoir
pigs. Veterinary Microbiology. 2014;168(2-4):348-356.
34. Nathues H, Beilage EG, Kreienbrock L, Rosengarten R, Spergser J. RAPD
and VNTR analyses demonstrate genotypic heterogeneity of Mycoplasma
hyopneumoniae isolates from pigs housed in a region with high pig
density. Veterinary Microbiology. 2011;152(3-4):338-345.
35. Strait EL, Madsen ML, Minion FC, Christopher-Hennings J, Dammen M,
Jones KR, Thacker EL. Real-time PCR assays to address genetic diversity
among strains of Mycoplasma hyopneumoniae. Journal of Clinical
Microbiology. 2008;46(8):2491-2498.
36. Dubosson CR, Conzelmann C, Miserez R, Boerlin P, Frey J, Zimmermann
WHäni H, Kuhnert P. Developmentof two real-time PCR assays for the
detection of Mycoplasma hyopneumoniae in clinical
samples.Veterinary Microbiology. 2004;102(1-2):55-65.
37. Calus D, Baele M, Meyns T, De Kruif A, Butaye, P, Decostere,
Haesebrouck F, Maes D. Protein variability among Mycoplasma
hyopneumoniae isolates. Veterinary Microbiology.
2007;120(3-4):284-291.
38. Vicca J, Stakenborg T, Maes D, Butaye P, Peeters J, De Kruif
A, Haesebrouck F. Evaluation of virulence of Mycoplasma hyopneumoniae
field isolates. Veterinary Microbiology. 2003;97(3-4):177-190.
39. EMBRAPA - Empresa Brasileira de Pesquisa Agropecuária. Boas práticas
de produção de suínos. 2006. Disponível em: http://www.cnpsa.embrapa.br
Acessado em: 22 nov. 2014. Portughese.
40. Morés MAZ, Oliveira Filho JX, Rebelatto R, Klein CS, Barcellos DEN,
Coldebella A, Morés N. Aspectos patológicos e microbiológicos das doenças
respiratórias em suínos de terminação no Brasil. Pesquisa Veterinária
Brasileira. 2015;35(8):725-733.Portughese.
41. Alberton GC, Rocha DL. Como diagnosticar corretamente as doenças
respiratórias dos suínos na recria e na terminação. Acta Scientiae
Veterinariae. 2010;38:29-35. Portughese.