INTRODUÇÃO
As zoonoses que ocorrem com maior frequência nos países
industrializados são as infecções de origem alimentar, causadas por
espécies dos gêneros
Salmonella e
Campylobacter, sendo os principais patógenos associados aos produtos de origem avícola (BRYAN & DOYLE, 1995).
Alta densidade populacional no criatório e as elevadas taxas de abate,
dado que as carcaças permanecem muito próximas umas das outras, estão
entre os fatores que contribuem para o aumento da contaminação da carne
de frango. Isso porque tais condições favorecem uma rápida disseminação
de qualquer patógeno que possa ter acesso ao criatório (MEAD, 2004).
As principais espécies que acometem o homem, demais mamíferos e os pássaros são
C. jejuni e
C. coli.
As aves, geralmente, são assintomáticas. Evidências epidemiológicas têm
sugerido os produtos de origem animal, especialmente os produtos
avícolas, como principal veículo para infecção humana (SALEHA
et al., 1998).
De acordo com BAILEY (1993), as principais fontes de contaminação das
aves são: a ração contaminada, a transmissão horizontal e o ambiente de
criação contaminado, envolvendo vetores como roedores, insetos,
pássaros silvestres, animais domésticos e o homem.
Entre 30% e 100% das aves transportam
Campylobacter
no intestino. Durante as etapas de abate, as carcaças e as vísceras
comestíveis podem ser contaminadas com o material fecal e o agente pode
ser detectado no produto acabado e pronto para o consumo (CARVALHO,
1998).
A depenação e a evisceração têm sido mencionadas como pontos críticos
na contaminação cruzada das carcaças durante o abate e, eventualmente,
a contaminação pode ser disseminada através do equipamento, mãos dos
manipuladores, pelo ar, luvas e utensílios (MACHADO
et al., 1994).
As infecções de origem alimentar, causadas por
Campylobacter,
resultam em grandes perdas econômicas e estão relacionadas à produção e
abate de frangos, etapas importantes na disseminação dessas bactérias
para o homem. Portanto, linhas de pesquisas envolvendo a cadeia de
produção avícola são fundamentais para que medidas de profilaxia e de
controle possam ser adotadas (HARTNETT
et al., 2002).
O objetivo deste trabalho foi verificar a ocorrência de
Campylobacter
em granjas e abatedouro avícolas localizados na mesoregião
metropolitana de Belém, Pará, identificando-se as fontes de
contaminação no criatório e os pontos críticos durante o abate.
MATERIAL E MÉTODOS
As amostras foram coletadas em três granjas avícolas e em um abatedouro
de frangos, localizados na mesorregião metropolitana de Belém, Pará,
entre os meses de janeiro e maio de 2007. Nessa região há 180 granjas e
dois abatedouros oficiais. No período em que foram realizadas as
coletas das amostras, foram abatidas, no estado do Pará, 12.595.422
aves, sendo a região em estudo responsável por 44% da produção
estadual. Colheram-se, nas granjas, amostras oriundas de água do
bebedouro (n=30), de swab cloacal (n=30), de ração (n=30) e de cama de
frango (n=30), perfazendo um total de 120 amostras nas três granjas
estudadas. Para a identificação de pontos críticos no abatedouro,
colheram-se amostras de água (n=36) em doze pontos diferentes da linha
de abate, amostras de pele do conjunto peito/pescoço (n=30), fígado
(n=30) e moela (n=30), totalizando 126 amostras. As amostras de água do
abatedouro eram provenientes da escaldadeira, das calhas de evisceração
e dos tanques e minitanques de resfriamento.
Colheram-se as amostras cloacais por meio de swabs estéreis diretamente
das cloacas de frangos de corte e imediatamente depositadas em tubos
contendo 5 mL de caldo tioglicolato pH 7,2 e mantidas em temperatura de
5°C por doze horas. As amostras de cama e de ração foram colhidas e
acondicionadas em sacos plásticos estéreis, sendo imediatamente
transportadas ao laboratório e, em seguida, pesadas. Para cada cinco
gramas das amostras, adicionaram-se 45 mL de caldo tioglicolato pH 7,2,
as quais foram mantidas por doze horas à temperatura de 5°C (CARVALHO
et al., 2001).
As amostras de pele do conjunto peito/pescoço, fígado e moela foram
transportadas sob refrigeração e trituradas no laboratório com auxílio
de pinça e tesoura esterilizadas. Em seguida, colocaram-se 25 gramas de
cada amostra em 225 mL de caldo tioglicolato pH 7,2, mantendo-se-as por
doze horas à temperatura de 5°C (CARVALHO
et al., 2001).
As amostras de água da granja e do abatedouro foram colhidas em volume
de 500 mL e mantidas em caixas isotérmicas com gelo e processadas
imediatamente após a chegada ao laboratório. Adicionaram-se 2,5 mL de
tiosulfato de sódio ao frasco coletor de água antes da coleta (HUNT
et al., 2001).
Para o isolamento, aplicaram-se membranas filtrantes de 0,45 µm de porosidade (SCOTTER
et al., 1993; PILET
et al., 1997) sobre placas com meio seletivo para
Campylobacter
composto por ágar brucella adicionado de suplemento FBP (0,025% de
sulfato ferroso, 0,025% de piruvato de sódio e 0,025% de metabissulfito
de sódio) e 7 mL de sangue desfibrinado e estéril de carneiro em 100 mL
do meio básico (ágar brucella) com pH final 7,2 (KONEMAN
et al., 2001).
Decorrido o período de doze horas à temperatura de 5°C, cerca de dez
gotas do caldo das amostras cloacais, da cama, ração, pele do conjunto
peito/pescoço, fígado e moela foram depositadas sobre a membrana
filtrante. Um total de 100 mL de cada amostra de água foi centrifugado
a 7.000 r.p.m. durante quinze minutos. O sedimento e mais 2 mL do
sobrenadante foram homogeneizados e, em seguida, instilaram-se cerca de
dez gotas na membrana filtrante contida sobre o meio de isolamento
seletivo. Após trinta minutos, as membranas foram retiradas e as
placas incubadas a 42°C por 48-72 horas, em jarras para cultivo em
anaerobiose com atmosfera de microaerofilia: 5% de O
2, 10% de CO
2 e 85% de N2 (PILET
et al., 1997; HUNT, 2001).
As colônias típicas ou suspeitas do gênero foram identificadas por meio
de morfologia microscópica, pela coloração de Gram, motilidade em
microscópio de campo escuro, reações de catalase e de oxidase. Para
identificação bioquímica das espécies, realizaram-se os testes de
redução de nitrato, produção de H
2S em TSI (Tríplice Sugar Iron), hidrólise de hipurato e resistência ao ácido nalidíxico e à cefalotina (HUNT
et al., 2001;).
Foi empregado o teste do qui-quadrado (χ²) de contigência para
comparação dos resultados entre as diferentes granjas, entre tipos
diferentes de amostras nas granjas, entre as amostras do abatedouro e
entre os isolados de
C. jejuni e
Campylobacter, adotando-se como nível de significância o valor de 0,05 (SAS, 1993).
RESULTADOS E DISCUSSÃO
A
Tabela 1 apresenta os resultados da pesquisa de
Campylobacter em diferentes amostras provenientes de três granjas.
A
Tabela 2 sumariza os resultados da pesquisa de
Campylobacter nas amostras de swab cloacal, cama, ração e água das três granjas pesquisadas.
Quanto à identificação das espécies de
Campylobacter nas três granjas pesquisadas, 33 (82,50%) cepas foram identificadas bioquimicamente como
C. jejuni e em sete (17,50%) cepas isoladas não foi possível definir a espécie (
Tabela 3).
Todas as cepas isoladas no abatedouro foram identificadas bioquimicamente como
C. jejuni. Isolou-se
C. jejuni
nas amostras de água das calhas de evisceração, não sendo isolada a
bactéria nas amostras de água da escaldadeira e dos tanques e
minitanques de resfriamento. Os resultados dos isolamentos de
Campylobacter no abatedouro podem ser observados na
Tabela 4.
O isolamento de
Campylobacter em quarenta (33,33%) amostras procedentes das granjas (
Tabelas 1 e
2) foi superior aos resultados encontrados por CARVALHO
et al. (2001), que isolaram a bactéria em apenas 5,60% das amostras de duas granjas avícolas na região de Ribeirão Preto, SP.
Não houve diferença significativa (p>0,05) entre o número de isolados positivos das três diferentes granjas (
Tabela 1),
provavelmente pelo fato de os três estabelecimentos apresentarem
semelhantes sistemas de manejos, aves e insumos provenientes da mesma
fonte.
Observa-se na
Tabela 2 que, entre as trinta amostras de swab cloacal, 29 (96,7%) foram positivas para
Campylobacter. Elevadas taxas de isolamento de
Campylobacter
em amostras de fezes de frango foram também demonstradas por outros
autores. Assim, EVANS & SAYERS (2000) isolaram o microrganismo em
91% das amostras de swab cloacal de frangos da Grã-Bretanha e RODRIGO
et al. (2005) isolaram
Campylobacter
em 78,8% e 81,5% das amostras de swab cloacal de frangos
comercializados em açougues de médio e pequeno porte, respectivamente,
em Trindade e Tobago.
Resultados de isolamento de
Campylobacter em amostras de swab cloacal inferiores aos obtidos no presente trabalho, 96,7% (
Tabela 2), foram demonstrados por TRESIERRA-AYLA
et al. (1995), que isolaram
C. jejuni
em 27,00% de amostras de swab cloacal de frangos criados por famílias
de baixa condição econômica na cidade de Iquitos, Peru. CARVALHO
et al. (2001) isolaram, do mesmo modo,
Campylobacter spp. em apenas 16,70% das amostras de swab cloacal coletadas em duas granjas avícolas na região de Ribeirão Preto, SP, e GOMES
et al. (2006) isolaram
C. jejuni em apenas 19,80% de amostras de swab cloacal coletadas em pequenas propriedades no Município de Pelotas, RS.
A taxa de isolamento de
Campylobacter nas amostras da cama, 33,33% (
Tabela 2), foi superior aos resultados encontrados por CARVALHO
et al.
(2001), 1,8%. Os resultados obtidos para amostras de cama no
presente trabalho não estão de acordo com o que afirmaram DOYLE &
ROMAN (1982) e SMITHERMAN
et al.
(1984), ao justificarem a baixa taxa de isolamento como uma
consequência da elevada sensibilidade dessa bactéria às condições
adversas da cama de frango para o crescimento bacteriano.
A elevada taxa de isolamento da cama de frango (33,33%) (
Tabela 2), quando comparada com os resultados obtidos por CARVALHO
et al. (2001) (1,8%), pode ser um reflexo do alto percentual de isolamento das amostras de swab cloacal. De acordo com JACOB-REITSMA
et al. (1995), as aves contaminadas podem liberar de 106 a 109 UFC/g de fezes, disseminando a bactéria para a cama.
Campylobacter não foi isolado em amostras de ração procedentes das granjas pesquisadas (
Tabela 2). CARVALHO
et al. (2001), no entanto, isolaram a bactéria em 0,60% de amostras de ração analisadas. Segundo ALTEKRUSE
et al. (1999), a ração é uma fonte improvável de
Campylobacter,
devido à baixa disponibilidade de água para o crescimento da bactéria
neste tipo de amostra. Aliado a este fator, as granjas pesquisadas
introduziam antibióticos na ração (enramicina, colistina e
avilamicina), podendo tal procedimento ter contribuído para o não
isolamento de
Campylobacter spp. nas amostras de ração.
Campylobacter foi isolado em apenas uma (3,3%) amostra de água das granjas pesquisadas (
Tabela 2).
A amostra de água positiva era proveniente da granja 2, em que o
bebedouro era pendular, diferentemente do observado nas duas outras
granjas, cujos bebedouros forneciam água por gotejamento. O bebedouro
pendular acumula com facilidade restos de ração, cama, fezes e penas, o
que pode ter contribuído para o isolamento de
Campylobacter nesse tipo de bebedouro. CARVALHO
et al.
(2001) não isolaram a bactéria em nenhuma das amostras de água em
granjas avícolas na região de Ribeirão Preto, SP. As três granjas
envolvidas neste trabalho realizavam procedimento de cloração da água.
Segundo BLASER
et al. (1986), há fortes evidências de que os procedimentos de cloração da água sejam eficazes na inativação do
Campylobacter.
C. jejuni foi identificado em 82,50% das cepas isoladas nas granjas estudadas (
Tabela 3). Segundo ALLOS & TAYLOR (1998),
C. jejuni e
C. coli são as espécies termofílicas mais isoladas em amostras de fezes e
C. jejuni é responsável por 80% a 90% das infecções.
C. jejuni foi também isolado em 8,7% das amostras procedentes do abatedouro (
Tabela 4), percentual que é cerca de duas vezes maior em relação à taxa determinada por CORTEZ
et al.
(2006), 4,90%, em amostras coletadas de diferentes pontos em
abatedouros localizados no estado de São Paulo. De modo contrário,
CARVALHO
et al. (2002) isolaram
C. jejuni
em elevada taxa, 35,7%, em amostras coletadas em diferentes pontos da
linha de abate em um abatedouro na região nordeste do estado de São
Paulo. Essas diferenças de resultados obtidas em diversos estudos podem
estar relacionadas aos níveis de controle de qualidade adotados nos
estabelecimentos industriais de abate.
No presente trabalho não foi isolado
Campylobacter em amostras de fígado coletadas em minitanque de resfriamento do abatedouro (
Tabela 4), entretanto, CARVALHO
et al. (1997) isolaram
C. jejuni
em 54,8% das amostras de fígado coletadas logo após o sacrifício de
aves com diarreia em granjas avícolas localizadas na Região de Ribeirão
Preto, SP, e CARVALHO
et al. (2002) isolaram
C. jejuni
em 38,0% das amostras de fígado coletadas logo após a evisceração
manual em abatedouro localizado na região Nordeste do estado de São
Paulo. Segundo CARVALHO (1998), a coleta de amostras de produtos
refrigerados, que foi executada neste trabalho, provavelmente,
dificulta o isolamento de
Campylobacter.
C. jejuni foi isolado em uma amostra de moela refrigerada coletada no abatedouro (
Tabela 4),
porém CARVALHO (1998) não isolou a bactéria em amostras de moela
refrigeradas comercializadas no município de Jaboticabal, SP. YANG
et al. (2003) isolaram
C. jejuni em 26,70% das amostras de moela congeladas comercializadas em supermercados no leste da China.
Não foi isolado
Campylobacter nas amostras do conjunto de pele do peito e do pescoço (
Tabela 4)
coletadas logo após a passagem pelo tanque de resfriamento de carcaças.
Este resultado não está de acordo com os achados de JORGENSEN
et al.
(2002), que isolaram a bactéria em 83,0% das amostras de pele de
pescoço em carcaças refrigeradas ou congeladas comercializadas na
Inglaterra. Segundo ROSENQUIST
et al.
(2006), os níveis de contaminação na pele de pescoço aumentam durante o
processo de evisceração e declinam após a passagem da carcaça pelo
tanque de resfriamento.
Conforme a
Tabela 4,
C. jejuni foi isolado em 27,8% das amostras de água coletadas em diferentes pontos do abatedouro. CARVALHO
et al.
(2002) obtiveram resultados semelhantes ao isolarem a bactéria em
29,70% das amostras de água coletadas em diferentes pontos da linha de
abate em um abatedouro na região nordeste do estado de São Paulo.
C. jejuni não foi, entretanto, isolado nas amostras de água de escaldadeira, o que está de acordo com CORTEZ
et al. (2006). Esses autores consideraram que a água de escaldamento à temperatura de 58°C diminui a contaminação das carcaças por
Campylobacter spp., ainda que não elimine completamente a bactéria. CARVALHO
et al. (2002) e CORTEZ
et al. (2006) isolaram
C. jejuni, respectivamente, em 26,60% e em 2,8% das amostras de água de escaldamento.
Das dez (27,8%) amostras de água do abatedouro nas quais foi isolado
C. jejuni (
Tabela 4),
quatro amostras eram procedentes da calha de evisceração de carcaças,
três da calha de evisceração de moela, duas amostras da calha de
evisceração do fígado e uma amostra da calha do conjunto
cabeça-pescoço. CARVALHO
et al. (2002) isolaram
C. jejuni em 61,3% das amostras de água de evisceração e evidenciaram que esta operação é o principal ponto crítico na disseminação de
Campylobacter no abatedouro. CORTEZ
et al. (2006) isolaram
C. jejuni em apenas 2,8% das amostras de água de evisceração.
Todas as cepas isoladas no abatedouro foram identificadas bioquimicamente como
C. jejuni. Segundo PILET
et al. (1997),
C jejuni é mais frequentemente isolado em relação ao
C. coli
em produtos alimentícios. Em 2000, cerca de 92% dos isolamentos
efetuados pela Unidade de Referência em Campylobacter da Inglaterra
foram de
C. jejuni (CDSC, 2001).
CONCLUSÃO
Nas granjas avícolas, a cama, as fezes e, em menor escala, a água foram
caracterizadas como as principais fontes de contaminação. No
abatedouro, a água de diferentes pontos da calha de evisceração e a
moela obtida no minitanque de resfriamento foram os pontos críticos
identificados. Entre as cepas isoladas,
C. jejuni foi identificado em elevado percentual em amostras procedentes das granjas avícolas e em todos os isolamentos do abatedouro.
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