INTRODUÇÃO

 A criação de aves esbarra em desafios ligados a fatores ambientais tais como alta temperatura e umidade relativa do ar. Sabe-se que altas temperaturas reduzem o consumo de alimentos prejudicando o desempenho. Quanto maior a temperatura ambiente, menor é a perda de calor sensível pela ave em função do menor gradiente térmico entre o ambiente e o corpo da ave, ocorrendo o acionamento de mecanismos homeostáticos de controle da temperatura corporal, para o animal não desenvolver hipertermia. O estresse pelo calor é um fator que pode alterar a morfologia intestinal e, consequentemente, a capacidade de digestão e absorção dos nutrientes pelas aves (MACARI et al., 2002).

O número de enterócitos, a altura e a densidade das microvilosidades e a estrutura de membrana determinam a dimensão da superfície de digestão e absorção intestinal e quanto maiores os vilos, melhor deve ser o desempenho das aves (FERRER et al., 1995).

O desenvolvimento da mucosa intestinal consiste no aumento da altura e densidade de vilos intestinais, o que corresponde ao aumento em número de suas células epiteliais (enterócitos, células caliciformes e enteroendócrinas) e, portanto, ao aumento da capacidade digestiva e de absorção do intestino. Esse desenvolvimento decorre, primariamente, de dois eventos citológicos associados: renovação celular (UNI et al., 1998; APPLEGATE et al., 1999) e perda de células, que ocorre normalmente no ápice dos vilos. O equilíbrio entre esses dois processos determina o turnover (síntese migração-extrusão) constante, ou seja, a manutenção do tamanho dos vilos e, portanto, a manutenção da capacidade digestiva e de absorção intestinal. Quando há desequilíbrio na taxa de renovação celular no intestino, devido a um estímulo, há modificação na altura e na densidade dos vilos e dos microvilos.

Atualmente, vêm sendo utilizados aminoácidos como a glutamina, que tem importante função como fonte de energia para o desenvolvimento da mucosa (WINDMUELLER & SPAETH, 1974), na tentativa de reduzir a atrofia da mucosa intestinal (PIERZYNOWSKI & SJODIN, 1998). Seu efeito sobre a reconstituição da mucosa intestinal após alguma injúria tem sido investigado, devido ao fato desse aminoácido ser o principal metabólito que nutre os enterócitos (VASCONCELOS & TIRAPEGUI, 1998; PADOVESE, 2000).

Em frangos de corte, MAIORKA et al. (2000) mostraram que a adição de 1,0% de glutamina na dieta foi capaz de aumentar o tamanho dos vilos, no duodeno e íleo, quando avaliados nos primeiros sete dias de vida, e que a glutamina tem ação trófica na mucosa intestinal, aumentando a capacidade funcional da mesma, podendo propiciar melhor desempenho das aves por meio de maior capacidade de digerir e absorver os nutrientes da dieta.

A glutamina estimula a proliferação das células intestinais (KANDIL et al., 1995; FISCHER DA SILVA et al., 2007), o que poderia resultar no aumento da superfície absortiva da mucosa do trato gastrintestinal. Deste modo, a adição de glutamina pode ser uma alternativa no sentido de melhorar o desenvolvimento da mucosa intestinal.

Com este trabalho objetivou-se verificar o efeito da suplementação com glutamina na dieta sobre a morfologia da mucosa intestinal, desempenho e qualidade de ovos de poedeiras comerciais, submetidas a condições de estresse calórico e termoneutralidade.

 MATERIAL E MÉTODOS

 O experimento foi conduzido na Faculdade de Medicina Veterinária e Zootecnia, UNESP – Univ. Estadual Paulista – Campus de Botucatu, na câmara bioclimática. Foram utilizadas 96 poedeiras da linhagem Isa Babcok, com 35 semanas de idade, alojadas em 24 gaiolas de postura com quatro aves por compartimento. Água e ração foram fornecidas ad libitum, com controle semanal do consumo de ração. As aves foram submetidas ao fotoperíodo de 17 horas de luz diárias.

Na câmara termoneutra, não houve controle de temperatura ambiente, a qual variou de acordo com a temperatura do dia. A câmara quente foi aquecida por resistências elétricas durante o dia e, à noite, as resistências eram desligadas, permitindo que a sala se resfriasse gradativamente, simulando a variação de temperatura diária de uma região quente. Os dados de temperatura, umidade relativa do ar, mortalidade e número total de ovos foram anotados diariamente.

As aves foram distribuídas em um delineamento inteiramente casualizado, no esquema fatorial 2x2, com duas temperaturas ambientes (termoneutra e quente) e dois níveis de glutamina na dieta (0,0 e 1,0% de inclusão), com seis repetições de quatro aves por gaiola.

A ração foi formulada segundo recomendações de ROSTAGNO et al. (2005) para poedeiras leves, sendo incluído 1,0% de glutamina em substituição a 1,0% de milho na ração (Tabela 1).

Os dados de desempenho das aves foram obtidos em dois períodos de 28 dias cada, e expressos em média diária durante o período total de 56 dias. Foram avaliados o consumo de ração por ave, a produção média diária de ovos e a conversão alimentar por quilograma e por dúzia de ovos produzidos.

A avaliação da qualidade dos ovos foi efetuada através da proporção do conteúdo interno (porcentagem de albúmen e de gema), avaliação da coloração da gema (comparação da coloração da gema com leque colorimétrico Roche®), avaliação da qualidade do albúmen (unidades Haugh) e avaliação da qualidade da casca (porcentagem de casca e gravidade específica).

A gravidade específica dos ovos foi determinada por meio da utilização de soluções salinas com concentrações crescentes. Os valores das Unidades Haugh foram calculados por meio da fórmula logarítmica a seguir: HU = 100 log (H + 7,57 - 1,7 W^0,37), onde H = altura do albúmen, em milímetros e W = peso do ovo, em gramas.

Aos 56 dias de experimento, após jejum de 12 horas, uma ave por gaiola foi pesada e sacrificada por deslocamento da articulação crânio-cervical, totalizando quatro aves por tratamento, para colheita dos seguintes órgãos: coração, fígado, proventrículo, moela, pâncreas, intestino delgado e intestino grosso. O fígado e o coração foram pesados imediatamente após serem retirados. O proventrículo e a moela foram abertos e pesados após remoção do conteúdo. Os intestinos delgado e grosso foram separados por secções no local onde o duodeno emerge da moela e no início dos cecos, sendo posteriormente pesados e medidos. O comprimento do intestino grosso foi considerado como o comprimento do cólon e reto somado ao comprimento dos cecos. O pâncreas foi pesado após ser removido do intestino delgado.

Para as análises histológicas foram colhidos dois segmentos de 3,0 cm do duodeno, do jejuno e do íleo, cortados transversal e longitudinalmente, abertos pela sua borda mesentérica, lavados e estendidos pela túnica serosa, os quais foram fixados em solução de formalina 10% por um período de 24 horas. Posteriormente, foram lavados em água corrente e armazenados em álcool 70%, em seguida desidratados em uma série crescente de álcoois, diafanizados em xilol e incluídos em Paraplast Plus®. Foram preparadas lâminas de cada segmento com cortes de sete micrômetros de espessura, os quais foram corados com ácido periódico de Schiff (PAS).

Posteriormente, com auxílio de microscópio ótico acoplado a sistema analisador de imagens Leica (Image-Pro Plus versão 4.5.0.27) e computador, foram feitas medidas de altura e perímetro das vilosidades, profundidade das criptas e contagem de enterócitos e células caliciformes do duodeno, jejuno e íleo, para determinação da relação células caliciformes/enterócitos. As medidas de altura foram tomadas a partir da região basal das vilosidades, coincidente com a porção superior das criptas, até ao seu ápice. A medida do perímetro foi realizada contornando toda a borda da vilosidade na qual encontram-se as microvilosidades (CARRIJO et al., 2005). As criptas foram medidas da sua base até a região de transição cripta:vilosidade.

A análise estatística dos dados foi realizada pelo método análise de variância (ANOVA), utilizando-se o procedimento GLM do programa SAS (1996) ao nível de significância de 5%.

 RESULTADOS E DISCUSSÃO

 As temperaturas médias, mínima e máxima para câmara termoneutra foram 23ºC e 28ºC, respectivamente. E, as temperaturas médias mínima e máxima para câmara quente foram 27ºC e 32ºC, respectivamente.

            Não houve interação significativa entre nível de glutamina e temperatura ambiente para nenhuma das características de desempenho avaliadas e nem efeito da suplementação de glutamina para consumo de ração, porcentagem de postura, peso e massa de ovos (Tabela 2). Porém, os resultados de conversão alimentar (CA) por quilograma e por dúzia de ovos foram melhorados (P<0,05) com a suplementação de glutamina, o que provavelmente se deve à melhor digestão e absorção dos alimentos, conforme mostrado por WU et al. (1996), que, trabalhando com suínos, verificaram melhora de 25% na conversão alimentar para animais suplementados com glutamina na dieta.A temperatura ambiente não afetou o peso de ovos, conversão alimentar por quilograma e por dúzia de ovos (Tabela 2). Já o consumo de ração, a porcentagem de postura e a massa de ovos diminuíram com o aumento da temperatura, conforme LEESON et al. (1996) mostraram com poedeiras, ao verificar que o estresse pelo calor prolongado provocou declínio na produção e no peso dos ovos.

A suplementação com glutamina não afetou a unidade Haugh, mas alterou (P <0,05) a cor da gema no leque colorimétrico, causando o escurecimento da gema. Esse fato deve-se provavelmente à melhora na absorção dos nutrientes no intestino das aves, consequentemente, à melhor absorção de carotenóides, que são responsáveis pela coloração mais escura da gema. Segundo BISCARO & CANNIATTI-BRAZACA (2006), os consumidores dão preferência aos ovos com gema amarelo-alaranjado em países da América do Sul.

A temperatura ambiente quente diminuiu (P<0,05) a unidade Haugh e ocasionou cor da gema mais clara, mostrando declínio na qualidade dos ovos.

Conforme mostrado na Tabela 5, não houve interação entre suplementação com glutamina e temperatura ambiente para perímetro das vilosidades, profundidade de cripta e relação caliciformes/enterócitos no duodeno. O perímetro das vilosidades, profundidade de criptas e relação caliciforme/enterócitos não sofreram influência (P>0,05) da inclusão de glutamina nem da temperatura ambiente, com exceção do aumento (P<0,05) ocorrido na relação caliciformes/enterócitos com a elevação da temperatura.

Não houve efeito da suplementação com glutamina e da temperatura ambiente e nem interação entre esses dois fatores para perímetro das vilosidades, profundidade de cripta e relação caliciformes/enterócitos no jejuno (Tabela 5).

A suplementação com glutamina proporcionou aumento na relação caliciformes/enterócitos das vilosidades do íleo. Não houve efeito da temperatura ambiente e nem interação entre suplementação com glutamina e temperatura ambiente para as características morfométricas do íleo (Tabela 5).

A maturação intestinal das aves ocorre nas primeiras semanas de vida, o que pode explicar porque não se observou efeito da glutamina na morfologia intestinal no período estudado, pois as aves já apresentavam maturação intestinal (UNI et al., 1995). Alguns autores (MAIORKA et al., 2000; MURAKAMI et al., 2007 em aves; ABREU et al., 2010 em suínos),  trabalhando com a suplementação de glutamina na dieta, observaram melhora no desenvolvimento da mucosa intestinal nas primeiras semanas de vida, mostrando o efeito benéfico da glutamina nas primeiras fases de vida.

Sob as condições desse experimento, o desenvolvimento intestinal não foi afetado. Isso se deve provavelmente ao fato de a intensidade do estresse utilizado não ter sido tão severa (temperaturas entre 27 a 32º). Apesar da redução do consumo de ração, a mucosa intestinal das aves e o peso dos órgãos não foram afetados (Tabela 6), indicando a necessidade do aumento do estresse pelo calor nos animais para que essas características sejam afetadas, principalpamente em relação à morfologia dos órgãos, conforme demonstrado por  OLIVEIRA NETO et al. (2000).

Na Tabela 6 pode se verificar que não houve interação entre suplementação com glutamina e temperatura ambiente para nenhuma das variáveis analisadas. Não houve efeito da suplementação para peso vivo e pesos relativos do coração, moela, proventrículo, fígado e pâncreas. A temperatura ambiente não influenciou o peso vivo e os pesos relativos de coração, moela, proventrículos e pâncreas, o que difere do observado por OLIVEIRA NETO et al. (2000), que verificaram redução no tamanho desses órgãos em razão do estresse por calor em frangos de corte. Já com o aumento da temperatura, apenas o peso relativo do fígado foi reduzido (P<0,05). Diferentes autores (OLIVEIRA et al., 1997, em suínos e ZANUSSO et al., 1999, em aves) também observaram redução dos pesos relativos de órgãos, em razão da alta temperatura ambiente.

Não houve diferença significativa nem interação para a suplementação com glutamina e temperatura ambiente para peso e comprimento dos intestinos delgado e grosso (Tabela 6).

CONCLUSÕES

 O estresse pelo calor e a suplementação com glutamina não promovem modificações morfológicas representativas na mucosa intestinal das poedeiras comerciais leves em postura. O estresse pelo calor diminui a produção e a qualidade dos ovos e a suplementação com glutamina melhora a qualidade dos ovos e a conversão alimentar.

 REFERÊNCIAS

 ABREU, M.L T. DONZELE, J.L.; SARAIVA, A.; OLIVEIRA, R.F.M.; FORTES, E.I.; GRAÑA, G.L. Glutamina, nucleotídeos e plasma suíno em rações para leitões desmamados. Revista Brasileira de Zootecnia, Viçosa,  v. 39,  n. 3, Mar.  2010.   Available from <http://www.scielo.br/scielo.php?script=sci_arttext&pid=S151635982010000300010&lng=en&nrm=iso>. access on  25  June  2011.  doi: 10.1590/S1516-35982010000300010.

APPLEGATE, T.J.; DIBNER, J.J.; KITCHEL, M.L.; UNI, Z.; LILBURN, M.S. Effect of turkey (Meleagridis gallopovo) breeder hen age and egg size on poultry development. 2. Intestinal villus growth, enterocyte migration and proliferation of the turkey poultry. Comparative Biochemistry and Physiology, v.124B, p.381-389, 1999.

BISCARO, L.M.; CANIATTI-BRAZACA S.G. Cor, betacaroteno e colesterol em gema de ovos obtidos de poedeiras que receberam diferentes dietas. Ciência e Agrotecnologia, v.6, p.1130-1134, 2006.

CARRIJO, A.S.; MADEIRA, L.A.; SARTORI, J.R.; PEZZATO, A.C.; GONÇALVES, J.C.; CRUZ, V.C.; KUIBIDA, K.; PINHEIRO, D.F. Alho em pó na alimentação alternativa de frangos de corte. Pesquisa Agropecuária Brasileira, v.40, n.7, p.673-679, 2005.

FERRER, R.; PLANAS, J.M.; MORETÓ, M. Cell apical surgace area in enterocytes fram chicken small and large intestine during development. Poultry Science, v.74, p.1995-2002, 1995.

Fischer da Silva, A.V.; BORGES, S.A.; MAIORKA, A.; GIVISIES, P.E.N.; ROCHA, C.; MACARI, M. Ornithine decarboxylase expression in the small intestine of broilers submitted to feed restriction and glutamine supplementation. Revista Brasileira de Ciência Avícola, v.9, n.2, p.111-115, 2007.

KANDIL, H.L.; ARGENZIO, R.A.; CHEN, W.; BERSCHNEIDER, H.M.  L-glutamine and 1-asparagine stimulate ODC activity and proliferation in a porcine jejunal enterocyte line. American Journal of Physiology, v. 269, p.G591-G599, 1995.

LEESON, S. Nutritional considerations of poultry during heat stress. World’s Poultry Science Journal, v.42, p.69-81, 1996.

MACARI, M.; FURLAN, R.L.; GONZALES, E. Fisiologia Aplicada a frango de corte. 2.ed. Jaboticabal: Funep/Unesp, 2002. 375p.

MAIORKA, A.; FISCHER DA SILVA, A.V.; SANTIN, E.; BORGES, S.A.; BOLELI, I.C.; MACARI, M. Influência da suplementação de glutamina sobre o desempenho e o desenvolvimento dos vilos e criptas do intestino delgado de frangos. Arquivo Brasileiro de Medicina Veterinária e Zootecnia, v.52, p.487-490, 2000.

MURAKAMI, A.E.; SAKAMOTO, M.I.; NATALI, M.R.M; SOUZA, L.M.G. FRANCO, J.R.G. Supplementation of Glutamine and Vitamin E on the Morphometry of the Intestinal Mucosa in Broiler Chickens. Poultry Science, v. 86, p. 488-495, 2007.

OLIVEIRA NETO, A.R.; OLIVEIRA, R.F.M.; DONZELE, J.L.; ROSTAGNO, H.S.; FERREIRA, R.A. Efeito da temperatura ambiente sobre o desempenho e características de carcaça de frangos de corte alimentados com dieta controlada e dois níveis de energia metabolizável. Revista Brasileira de Zootecnia, v.29, p.183-190, 2000.

OLIVEIRA, R.F.M.; DONZELE, J.L.; FREITAS, R.T.F. Efeito da temperatura sobre o desempenho e sobre os parâmetros fisiológicos e hormonal de leitões consumindo dietas com diferentes níveis de energia digestível. Revista Brasileira de Zootecnia, v.26, p.1173-1182, 1997.

PADOVESE, R. Aplicações clínicas da glutamina. Revista Brasileira de Ciência Farmacológica, v.36, p.23-25, 2000.

PIERZYNOWSKI, S. G.; SJODIN, A. Perspectives of glutamine and its derivatives as feed additives for farm animals. Journal of Animal and Feed Sciences, v.7, p.79-91, 1998.

ROSTAGNO, H.S.; ALBINO, L.F. T.; DONZELE, J.L.; GOMES, P.C.; OLIVEIRA, R.F.; LOPES, D.C.; FERREIRA, A.S.; BARRETO, S.L.T. Tabelas Brasileiras para Aves e Suínos: Composição de Alimentos e Exigências Nutricionais. Viçosa: UFV, 2005. 186p.

SAS Institute Inc. – SAS/STAT. User´s guide, version 6.11, 4 ed., v. 2, Carry: SAS Institute Inc., 1996. 842p.

UNI, Z.; NOY, Y.; SKLAN, D. Post hatch changes in morphology and function of small intestines in heavy ans light strain chicks. Poultry Science, v.74, p.1622-1629, 1995.

UNI, Z.; GANOT, S.; SKLAN, D. Post-hatch development of mucosal function in the broiler small intestine. Poultry Science, v.77, p.75-82, 1998.

VASCONCELOS, M.I.L.; TIRAPEGUI, J. Importância nutricional da glutamina. Arquivo de Gastroenterologia, v.35, p.207-215, 1998.

WINDMUELLER, H.G.; SPAETH, A.E. Uptake and metabolism of plasma glutamine by the small intestine. Journal of Biology Chemistry, v.249, p.5070-5079, 1974.

WU, G.; MEIER, S.B.; KNABE, D.A. Dietary glutamine supplementation prevents jejunal atrophy in weaned pigs. Journal of Nutrition, v.126, p.2578-2584, 1996.